Вакцина против африканской чумы свиней инструкция

Чума свиней считается опасным заболеванием, которое часто приводит к гибели животных. Поэтому, чтобы обезопасить поросят от такого недуга, приходится заниматься вакцинацией. Перед введением вакцины от чумы свиней надо ознакомиться с инструкцией ее использования, а также с ее детальным описанием.

Содержание

  • 1 Форма выпуска, состав и упаковка
  • 2 В каких случаях применяют вакцину?
  • 3 Инструкция по проведению вакцинации против классической чумы свиней
  • 4 Побочные эффекты и противопоказания
  • 5 Условия хранения
  • 6 Заключение

Форма выпуска, состав и упаковка

Прежде чем использовать вакцину, необходимо ознакомиться, из каких компонентов она изготавливается. Выпускается лекарство в форме порошка, который используется для подкожного введения. Изготавливается вакцина из аттенуированного штамма вируса. Существует две разновидности такого средства. В ветеринарных аптеках можно найти концентрированные и неконцентрированные составы. Они различаются между собой количеством содержащегося вируса. Концентрированные средства в медицине используются намного чаще.



Внешне лекарство похоже на сухой беловатый или розоватый порошок, который перед применением необходимо растворять с физиологическим раствором. Во время производства порошок для приготовления раствора фасуется в стеклянные флаконы, которые герметично закрыты специальными пробками. Чтобы средство не рассыпалось, крышки флаконов укреплены дополнительным колпаком из алюминия. Объем таких флакончиков составляет три миллиграмма.

Этого достаточно, чтобы приготовить 10 доз вакцин. Флаконы помещены в отдельные коробочки вместе с инструкцией по применению.

В каких случаях применяют вакцину?

Стоит отметить, что после введения такая вакцина начинает работать не сразу. Потребуется около четырнадцати часов, чтобы у животного начал формироваться иммунитет к чуме. При этом такую вакцинацию проводят ежегодно, так как через 10-12 месяцев после введения раствора иммунные свойства ослабевают, и поросенок может заболеть чумой.Поэтому используют ее только для улучшения функционирования иммунной системы животных. Лечебными свойствами препарат не обладает. Его бесполезно вводить особям, которые уже заболели классической чумой.

вакцина для свиней

Стоит отметить, что после введения такая вакцина начинает работать не сразу. Потребуется около четырнадцати часов, чтобы у животного начал формироваться иммунитет к чуме. При этом такую вакцинацию проводят ежегодно, так как через 10-12 месяцев после введения раствора иммунные свойства ослабевают, и поросенок может заболеть чумой.

Инструкция по проведению вакцинации против классической чумы свиней

Чтобы культуральная сухая вакцина помогла обезопасить поросят от классической чумы, необходимо разобраться с инструкцией ее использования. Введение препарата осуществляется следующим образом:

  • Подготовка раствора. Для начала нужно приготовить раствор, который будет вводиться животным. Порошок размешивается со стерильным физиологическим раствором. При этом на одну дозу вакцины расходуется по два миллилитра средства. Иногда дозировка может увеличиваться. Все зависит от возраста и массы поросенка.
  • Введение вакцины. Средство вводят внутримышечно. Для введения выбирается внутренняя поверхность бедра или нижняя часть шеи. При вакцинировании надо быть очень осторожным. Процедура обязательно проводится при помощи стерильных инструментов. Для каждого поросенка используют отдельную иглу. Пользоваться одной и той же иглой повторно противопоказано.
  • Наблюдение. После вакцинирования необходимо наблюдать за животными в течение двух недель. При этом рекомендуется, чтобы их периодически осматривал ветеринар и следил за реакцией организма на введенный препарат.

свинка в руках

Побочные эффекты и противопоказания

Несмотря на то, что вакцина безопасна для поросят, есть ряд побочных эффектов и противопоказаний, с которыми надо ознакомиться перед ее использованием. Ветеринары не советуют вакцинировать свиноматок за три недели до опороса, так как это может негативно сказаться на беременности. Также нельзя давать вакцину слишком маленьким поросятам, возраст которых меньше полутора месяцев.

Противопоказано использовать вакцину, которая находится в одном шприце вместе с другими лечебными средствами и препаратами. Это может ухудшить эффективность вакцинации.

У некоторых животных начинают проявляться побочные эффекты после введения вакцины. Чаще всего после укола повышается температура тела. Она поднимается до 39-40 градусов. Такие показатели температуры сохраняются 2-3 дня, после чего они начинают опускаться. Однако если жар не проходит неделю, следует обратиться к ветеринару. Возможно, из-за ведения вакцины у поросенка ослаб иммунитет и придется вводить дополнительные лекарственные средства, чтобы избавиться от высокой температуры.

свинка в руках

Условия хранения

Чтобы вакцина не испортилась, ее придется хранить в подходящих условиях. Рекомендуется держать упаковки с препаратом в помещении, которое защищено от солнечного света. Воздух в нем не должен быть слишком влажным, а температура должна сохраняться на уровне 3-5 градусов тепла. В таких условиях средство не будет портиться в течение полутора лет. Если препарат долго содержался в неподходящих условиях, от него придется избавиться.

Заключение

Некоторые фермеры сталкиваются с чумой свиней, из-за которой многие животные в хозяйстве погибают. Чтобы обезопасить их, надо регулярно проводить вакцинирование. Однако перед этим следует ознакомиться с показаниями для введения вакцины, а также с особенностями ее применения.



МИНИСТЕРСТВО СЕЛЬСКОГО ХОЗЯЙСТВА РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ
ПРИКАЗ
от 28 января 2021 года N 37

Об утверждении Ветеринарных правил осуществления профилактических, диагностических, ограничительных и иных мероприятий, установления и отмены карантина и иных ограничений, направленных на предотвращение распространения и ликвидацию очагов африканской чумы свиней

В соответствии со статьей 2.2 Закона Российской Федерации от 14 мая 1993 г. N 4979-1 «О ветеринарии» (Ведомости Съезда народных депутатов Российской Федерации и Верховного Совета Российской Федерации, 1993, N 24, ст.857; Собрание законодательства Российской Федерации, 2015, N 29, ст.4369) и подпунктом 5.2.9 пункта 5 Положения о Министерстве сельского хозяйства Российской Федерации, утвержденного постановлением Правительства Российской Федерации от 12 июня 2008 г. N 450 (Собрание законодательства Российской Федерации, 2008, N 25, ст.2983),

приказываю:

1. Утвердить прилагаемые Ветеринарные правила осуществления профилактических, диагностических, ограничительных и иных мероприятий, установления и отмены карантина и иных ограничений, направленных на предотвращение распространения и ликвидацию очагов африканской чумы свиней.

2. Признать утратившим силу приказ Министерства сельского хозяйства Российской Федерации от 31 мая 2016 г. N 213 «Об утверждении ветеринарных правил осуществления профилактических, диагностических, ограничительных и иных мероприятий, установления и отмены карантина и иных ограничений, направленных на предотвращение распространения и ликвидацию очагов африканской чумы свиней» (зарегистрирован Минюстом России 24 августа 2016 г., регистрационный N 43379).

3. Настоящий приказ вступает в силу с 1 марта 2021 г. и действует до 1 марта 2027 г.

Министр
Д.Н.Патрушев

Зарегистрировано
в Министерстве юстиции
Российской Федерации
29 января 2021 года,
регистрационный N 62282

УТВЕРЖДЕНЫ
приказом Минсельхоза России
от 28 января 2021 года N 37
     

Ветеринарные правила

осуществления профилактических, диагностических, ограничительных и иных мероприятий, установления и отмены карантина и иных ограничений, направленных на предотвращение распространения и ликвидацию очагов африканской чумы свиней

I. Область применения

1. Настоящие Ветеринарные правила осуществления профилактических, диагностических, ограничительных и иных мероприятий, установления и отмены карантина и иных ограничений, направленных на предотвращение распространения и ликвидацию очагов африканской чумы свиней (далее — Правила), устанавливают обязательные для исполнения требования к осуществлению профилактических, диагностических, ограничительных и иных мероприятий, установлению и отмене на территории Российской Федерации карантина и иных ограничений, направленных на предотвращение распространения и ликвидацию очагов африканской чумы  (далее — АЧС).
________________
  Приказ Минсельхоза России от 19 декабря 2011 г. N 476 «Об утверждении перечня заразных, в том числе особо опасных, болезней животных, по которым могут устанавливаться ограничительные мероприятия (карантин)» (зарегистрирован Минюстом России 13 февраля 2012 г., регистрационный N 23206) с изменениями, внесенными приказами Минсельхоза России от 20 июля 2016 г. N 317 (зарегистрирован Минюстом России 9 августа 2016 г., регистрационный N 43179), от 30 января 2017 г. N 40 (зарегистрирован Минюстом России 27 февраля 2017 г., регистрационный N 45771), от 15 февраля 2017 г. N 67 (зарегистрирован Минюстом России 13 марта 2017 г., регистрационный N 45915), от 25 сентября 2020 г. N 565 (зарегистрирован Минюстом России 22 октября 2020 г., регистрационный N 60518).

2. Правилами устанавливаются обязательные требования к организации и проведению мероприятий по ликвидации АЧС, предотвращению ее возникновения и распространения на территории Российской Федерации, определению границ территории, на которую должен распространяться режим ограничительных мероприятий и (или) карантина, в том числе в части определения очага болезни свиней, осуществления эпизоотического зонирования, включая определение видов зон в целях дифференциации ограничений, установленных решением о введении режима ограничительных мероприятий и (или) карантина, ограничений производства, перемещения, хранения и реализации товаров, подлежащих ветеринарному контролю (надзору), и требования к особенностям применения таких ограничений, в том числе к проведению мероприятий в отношении производственных объектов, находящихся в карантинной зоне.

II. Общая характеристика АЧС

3. АЧС — контагиозная септическая болезнь домашних свиней (далее — свиньи) и диких кабанов.

Клиническими признаками АЧС являются лихорадка (с повышением температуры тела до 41-42°С, длящимся от 3 до 7 календарных дней), угнетенное состояние, нарушение гемодинамики — цианоз (посинение) или гиперемия (покраснение) кожи ушей, живота, промежности и хвоста, воспалительные и некродистрофические изменения паренхиматозных органов. АЧС сопровождается диареей, кровянистыми истечениями из носовой полости, клоническими судорогами, у супоросных свиноматок — абортами. Выжившие животные пожизненно остаются вирусоносителями.

4. Возбудителем АЧС является ДНК-содержащий вирус рода Asfivirus семейства Asfarviridae (далее — возбудитель). Возбудитель устойчив во внешней среде, в почве возбудитель сохраняет жизнеспособность в течение 120 календарных дней, в стоячей воде — 175 календарных дней, в навозе — до 160 календарных дней, в мышечной ткани, костном мозге — до 180 календарных дней, в селезенке — до 1 года. Возбудитель чувствителен к дезинфицирующим средствам, к поверхностно-активным веществам и моющим средствам, погибает при термической обработке при температуре не менее 70°С в течение не менее 30 минут.

Инкубационный период с момента заражения до проявления клинических признаков АЧС составляет от 3 до 15 календарных дней.

5. Источником возбудителя являются больные, а также переболевшие, находящиеся в инкубационном периоде, не имеющие клинических признаков и выделяющие возбудитель во внешнюю среду свиньи и дикие кабаны (далее — вирусоносители).

6. Передача возбудителя осуществляется алиментарным, контактным, ятрогенным, аэрогенным, трансмиссивным, внутриутробным путями и с генетическим материалом. Факторами передачи возбудителя являются секреты и экскреты больных свиней, диких кабанов и вирусоносителей, продукты убоя свиней, добычи диких кабанов и продукты их переработки, трупы свиней и диких кабанов, а также контаминированные возбудителем объекты окружающей среды, включая корма, воду, навоз, подстилку, почву, одежду и обувь обслуживающего персонала, инвентарь, оборудование, транспортные и иные материальные и технические средства.

III. Профилактические мероприятия

7. В целях предотвращения возникновения и распространения АЧС физические и юридические лица, индивидуальные предприниматели, являющиеся собственниками (владельцами) свиней (далее — владельцы свиней), обязаны:

предоставлять по требованиям специалистов органов и организаций, входящих в систему Государственной ветеринарной службы Российской Федерации  (далее — специалисты госветслужбы), свиней для осмотра;
________________
  Статья 5 Закона Российской Федерации от 14 мая 1993 г. N 4979-1 «О ветеринарии».

извещать в течение 24 часов специалистов госветслужбы обо всех случаях заболевания или гибели свиней, а также об изменениях в их поведении, указывающих на возможное заболевание;

принимать меры по изоляции подозреваемых в заболевании свиней, а также обеспечить изоляцию трупов свиней в том же помещении, в котором они находились;

выполнять требования специалистов госветслужбы о проведении в личном подсобном хозяйстве, крестьянском (фермерском) хозяйстве, в хозяйстве индивидуального предпринимателя, в организациях, в которых содержатся свиньи (далее — хозяйства), противоэпизоотических и других мероприятий, предусмотренных настоящими Правилами;

обеспечить содержание свиней в пределах хозяйств без выпаса и без доступа к животным других видов;

соблюдать условия, запреты, ограничения в связи со статусом региона, на территории которого расположено хозяйство, установленным решением федерального органа исполнительной власти в области ветеринарного надзора о регионализации по АЧС в соответствии с Ветеринарными правилами проведения регионализации территории Российской Федерации, утвержденными приказом Минсельхоза России от 14 декабря 2015 г. N 635 (зарегистрирован Минюстом России 3 марта 2016 г., регистрационный N 41508) (далее — решение о регионализации);

осуществлять термическую обработку (проварку) предназначенных для кормления свиней пищевых отходов, продукции охоты в течение не менее 30 минут после закипания пищевых отходов, продукции охоты.

8. В целях предотвращения возникновения и распространения АЧС комплектование хозяйств осуществляется здоровыми свиньями, происходящими из хозяйств, отнесенных к компартментам III, IV в соответствии с Правилами определения зоосанитарного статуса хозяйств, а также организаций, осуществляющих убой свиней, переработку и хранение продукции свиноводства, утвержденными приказом Минсельхоза России от 23 июля 2010 г. N 258 (зарегистрирован Минюстом России 12 ноября 2010 г., регистрационный N 18944), с изменениями, внесенными приказами Минсельхоза России от 17 июля 2013 г. N 282 (зарегистрирован Минюстом России 14 августа 2013 г., регистрационный N 29378), от 15 октября 2013 г. N 378 (зарегистрирован Минюстом России 7 ноября 2013 г., регистрационный N 30324), от 19 октября 2016 г. N 461 (зарегистрирован Минюстом России 8 декабря 2016 г., регистрационный N 44620), от 17 августа 2020 г. N 487 (зарегистрирован Минюстом России 20 ноября 2020 г., регистрационный N 61020) (далее — Правила компартментализации), и (или) из хозяйств, расположенных на территории со статусом «Благополучный регион» по АЧС в соответствии с решением о регионализации (далее — благополучная территория) в течение 36 месяцев со дня принятия решения о регионализации.

9. Запрещается вывоз за пределы территории со статусом «Неблагополучный регион» по АЧС, установленным решением о регионализации (далее — неблагополучная территория) продуктов убоя свиней и продуктов их переработки непромышленного изготовления, не прошедших термическую обработку при температуре не менее 70°С в течение не менее 30 минут, и (или) без подтверждения отсутствия возбудителя по результатам лабораторных исследований на АЧС.

10. В целях предотвращения возникновения и распространения АЧС на территориях охотничьих угодий:

к ввозу на территорию охотничьих угодий допускаются клинически здоровые дикие кабаны, не являющиеся вирусоносителями и происходящие из охотничьих хозяйств, расположенных на благополучных территориях;

дикие кабаны, ввозимые на территорию охотничьих угодий с целью переселения, акклиматизации, содержания и разведения в полувольных условиях и искусственно созданной среде обитания, в том числе дикие кабаны, отловленные в охотничьих угодьях в указанных целях, подлежат изолированному содержанию в течение не менее 30 календарных дней со дня ввоза (отлова) для проведения лабораторных исследований на АЧС в соответствии с пунктами 24-28 настоящих Правил.

11. Охотники и приравненные к ним лица  обязаны обеспечить уничтожение отходов после разделки туш добытых диких кабанов путем сжигания.
________________
  Статья 20 Федерального закона от 24 июля 2009 г. N 209-ФЗ «Об охоте и о сохранении охотничьих ресурсов и о внесении изменений в отдельные законодательные акты Российской Федерации» (Собрание законодательства Российской Федерации, 2009, N 30, ст.3735).

12. В целях доказательства отсутствия циркуляции возбудителя на территории соответствующего субъекта Российской Федерации специалистами госветслужбы должен осуществляться отбор и направление в лабораторию (испытательный центр) органов и организаций, входящих в систему Государственной ветеринарной службы Российской Федерации, или иную лабораторию (испытательный центр), аккредитованную в национальной системе аккредитации для исследования на АЧС  (далее — лаборатория):
________________
  Пункт 14 порядка назначения лабораторных исследований подконтрольных товаров (в том числе уловов водных биологических ресурсов и произведенной из них продукции) в целях оформления ветеринарных сопроводительных документов, утвержденного приказом Минсельхоза России от 14 декабря 2015 г. N 634 (зарегистрирован Минюстом России 24 февраля 2016 г., регистрационный N 41190).

проб биологического и (или) патологического материала (далее — Пробы):

а) от свиней, кроме свиней на неблагополучной территории, — 2 раза в год из не менее чем 25% хозяйств субъекта Российской Федерации (в том числе, допускается отбор Проб при убое свиней). Отбор хозяйств проводится с использованием метода случайной выборки. Количество свиней, от которых отбираются Пробы, определяется в соответствии с пунктом 13 настоящих Правил;

б) от свиней на неблагополучной территории — 1 Проба от каждой партии животных, поступивших на убой, за исключением свиней, перемещаемых в пределах земельных участков, зданий, строений, сооружений, принадлежащих на праве собственности или ином законном основании юридическому лицу и его дочерним и зависимым обществам, отнесенных к IV компартменту;

в) от обнаруженных трупов диких кабанов, а также диких кабанов, добытых в рамках мероприятий по регулированию численности диких кабанов;

г) от отловленных живых диких кабанов;

проб от партий продуктов убоя свиней и продуктов их переработки, находящихся в обороте, произведенных на территории субъекта Российской Федерации, — в соответствии с планами мониторинга ветеринарной безопасности на соответствующий год, утвержденными согласно пункту 6 Правил осуществления мониторинга ветеринарной безопасности территории Российской Федерации, утвержденных приказом Минсельхоза России от 22 января 2016 г. N 22 (зарегистрирован Минюстом России 23 марта 2016 г., регистрационный N 41507) (далее — пробы продуктов).

Федеральные государственные бюджетные учреждения, осуществляющие управление особо охраняемыми природными территориями федерального значения (далее — природоохранные учреждения), а также органы государственной власти субъекта Российской Федерации, уполномоченные в области охоты и сохранения охотничьих ресурсов, в рамках своих полномочий должны содействовать специалистам госветслужбы в проведении отбора Проб от диких кабанов, трупов диких кабанов и направлении их в лабораторию для исследования на АЧС.

Направление Проб и проб продуктов в лабораторию осуществляется в соответствии с пунктом 25 настоящих Правил.

Лабораторные исследования на АЧС осуществляются методами, предусмотренными пунктом 27 настоящих Правил.

13. Количество свиней, от которых отбираются пробы в соответствии с пунктом 12 настоящих Правил, определяется следующим образом:

для хозяйств, насчитывающих от 1 до 15 свиней, пробы отбираются от каждого животного;

для хозяйств, насчитывающих от 16 до 50 свиней, пробы отбираются от 15 свиней;

для хозяйств, насчитывающих от 51 до 100 свиней, пробы отбираются от 22 свиней;

для хозяйств, насчитывающих от 101 до 500 свиней, пробы отбираются от 25 свиней;

для хозяйств, насчитывающих 501 свинью и более, пробы отбираются от 30 свиней.

IV. Мероприятия при подозрении на АЧС

14. Основаниями для подозрения на АЧС являются:

наличие клинических признаков и (или) патологоанатомических изменений, характерных для АЧС, перечисленных в пункте 3 настоящих Правил;

выявление АЧС в хозяйстве, из которого ввезены свиньи, в течение 30 календарных дней после дня их ввоза;

выгульное содержание свиней на неблагополучной территории;

контакты свиней с дикими кабанами на неблагополучной территории;

скармливание свиньям пищевых отходов, продукции охоты, полученной на неблагополучной территории, не подвергнутых термической обработке в соответствии с пунктом 7 настоящих Правил;

искусственное осеменение свиней спермой, полученной в хозяйстве, находящемся на неблагополучной территории, в хозяйстве, в котором находятся свиньи, подозреваемые в заболевании АЧС, за исключением получения спермы в хозяйстве, отнесенном к компартменту III или IV в соответствии с Правилами компартментализации;

обнаружение трупов диких кабанов;

обнаружение трупов свиней вне мест содержания и (или) убоя свиней, мест хранения, переработки или утилизации биологических отходов.

15. При наличии оснований для подозрения на АЧС владельцы свиней обязаны:

сообщить в течение 24 часов любым доступным способом о подозрении на АЧС должностному лицу органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации (на территории которого расположен соответствующий объект), осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, или подведомственной ему организации;

содействовать специалистам госветслужбы в проведении отбора Проб и направлении Проб в лабораторию;

в течение 12 часов предоставить специалисту госветслужбы сведения о численности имеющихся (имевшихся) в хозяйстве свиней с указанием количества павших свиней за последние 30 календарных дней.

16. До получения результатов лабораторных исследований на АЧС владельцы свиней обязаны:

прекратить убой, а также вывоз свиней и продуктов их убоя, вывоз кормов для свиней и подстилки;

прекратить все перемещения и перегруппировки свиней;

запретить посещение хозяйств посторонними лицами, кроме персонала, выполняющего производственные (технологические) операции, в том числе по обслуживанию свиней, и специалистов госветслужбы;

исключить контакт персонала, обслуживающего подозреваемых в заболевании свиней, с другими свиньями, содержащимися в хозяйстве, и обслуживающим их персоналом;

оборудовать и поддерживать в рабочем состоянии дезинфекционные барьеры (далее — дезбарьеры) на входе (въезде) на территорию хозяйства, обеспечивать дезинфекционную обработку и смену одежды и обуви персонала при выходе с территории хозяйства в соответствии с пунктом 55 настоящих Правил;

оборудовать ограждение (в случае отсутствия ограды) территории хозяйства с одним входом — выходом (въездом — выездом);

запретить въезд и выезд транспортных средств, за исключением специальных транспортных средств и транспортных средств, предназначенных для обеспечения деятельности хозяйства, лиц, проживающих и (или) временно пребывающих на территории хозяйства;

обеспечить проведение дезинфекции помещений хозяйства в соответствии с пунктом 49 настоящих Правил.

17. При возникновении подозрения на заболевание диких кабанов АЧС на территории охотничьего угодья  запрещается охота на диких кабанов, за исключением охоты в целях регулирования численности  охотничьих ресурсов, посещение посторонними лицами, въезд транспорта, не связанные с обслуживанием охотничьих угодий, а также заготовка кормов и подстилочного материала для восприимчивых животных на подозреваемой в заражении территории охотничьего угодья.
________________
  Статья 7 Федерального закона от 24 июля 2009 г. N 209-ФЗ «Об охоте и о сохранении охотничьих ресурсов и о внесении изменений в отдельные законодательные акты Российской Федерации».

  Статья 16 Федерального закона от 24 июля 2009 г. N 209-ФЗ «Об охоте и о сохранении охотничьих ресурсов и о внесении изменений в отдельные законодательные акты Российской Федерации».

18. При возникновении подозрения на заболевание АЧС на объектах, подведомственных федеральному органу исполнительной власти, осуществляющему функции по выработке и реализации государственной политики, нормативно-правовому регулированию в области обороны, федеральному органу исполнительной власти, осуществляющему функции по выработке и реализации государственной политики и нормативно-правовому регулированию в сфере внутренних дел, федеральному органу исполнительной власти, осуществляющему функции по выработке и реализации государственной политики и нормативно-правовому регулированию в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере оборота оружия, в сфере частной охранной деятельности, в сфере частной детективной деятельности и в сфере вневедомственной охраны, федеральному органу исполнительной власти, осуществляющему правоприменительные функции, функции по контролю и надзору в сфере исполнения уголовных наказаний, федеральному органу исполнительной власти, осуществляющему функции по выработке государственной политики, нормативно-правовому регулированию, контролю и надзору в сфере государственной охраны, федеральному органу исполнительной власти, осуществляющему государственное управление в области обеспечения безопасности Российской Федерации (далее — федеральные органы исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности), должностные лица ветеринарных (ветеринарно-санитарных) служб указанных органов должны:

сообщить в течение 24 часов любым доступным способом о подозрении на заболевание свиней АЧС должностному лицу органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации (на территории которого расположен объект), осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, или подведомственной ему организации;

провести отбор Проб от свиней и отловленных, добытых, павших диких кабанов и направление проб в лабораторию.

В случае невозможности проведения отбора Проб должностными лицами ветеринарных (ветеринарно-санитарных) служб органов, указанных в настоящем пункте, должностные лица указанных органов должны обеспечить проведение отбора проб и направление проб в лабораторию иными специалистами госветслужбы.

19. Юридические лица, индивидуальные предприниматели, которые заключили охотхозяйственные соглашения или у которых право долгосрочного пользования животным миром возникло на основании долгосрочных лицензий на пользование животным миром в отношении охотничьих ресурсов до дня вступления в силу Федерального закона от 24 июля 2009 г. N 209-ФЗ «Об охоте и о сохранении охотничьих ресурсов и о внесении изменений в отдельные законодательные акты Российской Федерации», при обнаружении в закрепленных охотничьих угодьях, органы государственной власти субъектов Российской Федерации, уполномоченные в области охоты и сохранения охотничьих ресурсов, при обнаружении в общедоступных охотничьих угодьях и на территории особо охраняемых природных территорий (далее — ООПТ) регионального значения, природоохранные учреждения при обнаружении на территории ООПТ федерального значения, а также граждане при обнаружении диких кабанов с клиническими признаками, характерными для АЧС, перечисленными в пункте 3 настоящих Правил, либо трупов диких кабанов должны:

сообщить в течение 24 часов любым доступным способом о подозрении на заболевание диких кабанов АЧС должностному лицу органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации (на территории которого расположен соответствующий объект), осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, или подведомственной ему организации;

содействовать специалистам госветслужбы в проведении отбора Проб от подозреваемых в заболевании АЧС павших, добытых диких кабанов и направлении Проб в лабораторию.

20. Должностное лицо органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, или подведомственной ему организации в течение 24 часов после получения информации, указанной в пунктах 15, 18 и 19 настоящих Правил, должно сообщить о подозрении на АЧС и принятых мерах руководителю указанного органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, который в случае угрозы распространения возбудителя АЧС на территории иных субъектов Российской Федерации должен сообщить руководителям органов исполнительной власти указанных субъектов Российской Федерации, осуществляющих переданные полномочия в области ветеринарии, о подозрении на АЧС.

21. Руководитель органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, при получении им информации о возникновении подозрения на АЧС, появлении угрозы возникновения и (или) распространения на территории субъекта Российской Федерации АЧС в течение 24 часов должен обеспечить направление специалистов госветслужбы в место нахождения свиней и (или) диких кабанов, подозреваемых в заболевании АЧС (далее — предполагаемый эпизоотический очаг), для:

клинического осмотра свиней;

определения вероятных источников, факторов передачи и предположительного времени заноса возбудителя;

определения границ предполагаемого эпизоотического очага и возможных путей распространения возбудителя АЧС, в том числе с реализованными (вывезенными) свиньями и (или) продукцией свиноводства, продукцией охоты, полученной от диких кабанов, в период не более 1 года и не менее 30 календарных дней до дня получения информации о подозрении на АЧС;

определения наличия ограниченной территории, помещения либо транспортного средства, в которых находятся факторы передачи возбудителя;

отбора Проб от свиней и (или) диких кабанов, направления Проб в лабораторию.

22. Руководитель органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, в течение 24 часов после подтверждения информации об угрозе возникновения и распространения на территории субъекта Российской Федерации АЧС направляет в письменной форме информацию о подозрении на возникновение АЧС на подведомственной территории руководителю высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации, в федеральный орган исполнительной власти, осуществляющий функции по выработке государственной политики и нормативно-правовому регулированию в сфере агропромышленного комплекса, включая ветеринарию (далее — федеральный орган исполнительной власти в области нормативно-правового регулирования в ветеринарии), федеральный орган исполнительной власти, осуществляющий функции по контролю и надзору в сфере ветеринарии (далее — федеральный орган исполнительной власти в области ветеринарного надзора), федеральный орган исполнительной власти, осуществляющий функции по выработке государственной политики и нормативно-правовому регулированию в сфере охоты и сохранения охотничьих ресурсов, федеральный орган исполнительной власти, осуществляющий функции по контролю и надзору в сфере природопользования.

23. Должностное лицо органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, или подведомственной ему организации в течение 24 часов после получения информации, указанной в пунктах 15, 18 и 19 настоящих Правил, должно:

проинформировать о подозрении на АЧС главу муниципального образования, население муниципального образования, на территории которого располагается предполагаемый эпизоотический очаг, и владельцев свиней о требованиях настоящих Правил;

определить количество свиней в хозяйствах, расположенных на территории указанного муниципального образования, места и порядок уничтожения трупов свиней на территории указанного муниципального образования или численность диких кабанов в охотничьих угодьях или на иных территориях, являющихся средой обитания охотничьих ресурсов , в случае если на их территории обнаружены больные (павшие) дикие кабаны с подозрением на АЧС.
________________
  Статья 36 Федерального закона от 24 июля 2009 г. N 209-ФЗ «Об охоте и о сохранении охотничьих ресурсов и о внесении изменений в отдельные законодательные акты Российской Федерации».

V. Диагностические мероприятия

24. При возникновении подозрения на АЧС специалистами госветслужбы должен проводиться отбор Проб следующим образом:

в случае если подозрение на АЧС возникло в изолированно содержащейся группе свиней (или группе свиней, для ухода за которыми используется одно и то же оборудование и (или) инвентарь) (далее — группа свиней), насчитывающей от 1 до 15 свиней, Пробы отбираются от каждого животного;

в случае если подозрение на АЧС возникло в группе свиней, насчитывающей от 16 до 50 свиней, Пробы отбираются от 15 свиней;

в случае если подозрение на АЧС возникло в группе свиней, насчитывающих от 51 до 100 свиней, Пробы отбираются от 22 свиней;

в случае если подозрение на АЧС возникло в группе свиней, насчитывающей от 101 до 500 свиней, Пробы отбираются от 25 свиней;

в случае если подозрение на АЧС возникло в группе, насчитывающей 501 свинью и более, Пробы отбираются от 30 свиней.

При наличии в группе свиней животных с температурой превышающей физиологическую норму (возрастные, половые и физиологические особенности свиней). Пробы должны отбираться от таких животных с учетом положений настоящего пункта.

От свиней и диких кабанов должны отбираться пробы крови в объеме 5 мл с добавлением антикоагулянта (за исключением гепарина) и пробы крови в объеме 5 мл без антикоагулянта или с фактором свертывания крови.

От трупов свиней или диких кабанов должны отбираться фрагменты селезенки массой от 5 до 10 г, нижнечелюстные (подчелюстные), или портальные, или мезентериальные лимфоузлы целиком, в случае разложения трупа — грудная или трубчатая кость. Трупы поросят массой до 10 кг направляются целиком.

При невозможности отбора Проб в количестве, указанном в настоящем пункте, биологический и (или) патологический материал должен отбираться в максимально возможном количестве.

25. Упаковка и транспортирование Проб и (или) проб продуктов должны обеспечивать их сохранность и пригодность для исследований в течение срока транспортировки. Доставка Проб и (или) проб продуктов в лабораторию должна осуществляться в течение 12 часов с момента отбора.

Утечка (рассеивание) биологического и (или) патологического материала во внешнюю среду не допускается.

Контейнеры, емкости с Пробами и (или) пробами продуктов должны быть упакованы и опечатаны.

В сопроводительном письме должны быть указаны дата, время отбора Проб и (или) проб продуктов, адрес места отбора Проб и (или) проб продуктов, перечень Проб и (или) проб продуктов, основания для подозрения на АЧС, адрес и телефон, адрес электронной почты (при наличии) специалиста госветслужбы, осуществившего отбор Проб и (или) проб продуктов.

Пробы и (или) пробы продуктов должны быть доставлены в лабораторию специалистом госветслужбы.

26. Доставленные в лабораторию Пробы и (или) пробы продуктов должны быть разделены на две равные части, предназначенные для проведения исследований и для хранения. Пробы и (или) пробы продуктов должны храниться в лаборатории не менее 30 календарных дней со дня доставки в замороженном состоянии (при температуре от минус 15°С до минус 40°С) для проведения повторных лабораторных исследований по запросам юридических и физических лиц, оспаривающих результаты лабораторных исследований.

27. Лабораторные исследования Проб и (или) проб продуктов должны проводиться с использованием одного из методов:

молекулярно-биологических исследований методом полимеразной цепной реакции (далее — ПЦР);

вирусологических исследований (изоляция вируса на чувствительной культуре клеток и его идентификация в реакциях: гемадсорбции, ПЦР, реакции прямой иммунофлуоресценции (далее — РПИФ);

метода обнаружения антигена возбудителя в РПИФ;

метода иммуноферментного анализа.

Для выявления возбудителя в продуктах убоя свиней и продуктах их переработки используется метод ПЦР.

28. Диагноз на АЧС считается установленным в случае выделения возбудителя и (или) обнаружения антигена возбудителя, и (или) его генетического материала, и (или) антител к возбудителю.

29. Руководитель лаборатории в течение 12 часов после получения результатов лабораторных исследований на АЧС должен в письменной форме проинформировать руководителя органа исполнительной власти соответствующего субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, специалиста госветслужбы, направившего биологический и (или) патологический материал на лабораторные исследования, о полученных результатах.

В случае установления диагноза на АЧС руководитель лаборатории в течение 12 часов после получения результатов лабораторных исследований в письменной форме должен проинформировать федеральный орган исполнительной власти в области нормативно-правового регулирования в ветеринарии, а также ветеринарные (ветеринарно-санитарные) службы федеральных органов исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности в случае поступления Проб с объекта, подведомственного указанным органам.

30. Руководитель органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, в течение 24 часов после установления диагноза на АЧС должен направить в письменной форме информацию о возникновении АЧС на территории соответствующего субъекта Российской Федерации руководителю высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации (высшему должностному лицу субъекта Российской Федерации) (далее — руководитель высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации), в федеральный орган исполнительной власти в области нормативно-правового регулирования в ветеринарии, федеральный орган исполнительной власти в области ветеринарного надзора, в ветеринарные (ветеринарно-санитарные) службы федеральных органов исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности, в природоохранные учреждения, органы государственной власти субъектов Российской Федерации, уполномоченные в области охоты и сохранения охотничьих ресурсов.

31. При установлении диагноза на АЧС на объектах, подведомственных федеральным органам исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности, должностные лица ветеринарных (ветеринарно-санитарных) служб указанных органов должны взаимодействовать с должностными лицами органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации (на территории которого расположен соответствующий объект), осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, или подведомственной ему организации по вопросам осуществления на подведомственных объектах мероприятий, предусмотренных настоящими Правилами.

32. В случае если в результате проведенных лабораторных исследований диагноз на АЧС не был установлен, руководитель органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, в течение 24 часов должен проинформировать об этом руководителя высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации, ветеринарные (ветеринарно-санитарные) службы федеральных органов исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности, природоохранные учреждения, органы государственной власти субъектов Российской Федерации, уполномоченные в области охоты и сохранения охотничьих ресурсов, в случае если исследованные Пробы поступили с объекта, подведомственного указанным органам, учреждениям.

33. Должностное лицо органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, или подведомственной ему организации должно проинформировать о неустановлении диагноза на АЧС главу муниципального образования, на территории которого располагается предполагаемый эпизоотический очаг, в течение 24 часов с момента получения соответствующей информации.

VI. Установление карантина, ограничительные и иные мероприятия, направленные на ликвидацию очагов АЧС, а также на предотвращение ее распространения

34. Руководитель органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, при получении от руководителя лаборатории информации об установлении диагноза на АЧС в течение 24 часов с момента установления диагноза на АЧС должен:

направить на рассмотрение руководителю высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации представление об установлении ограничительных мероприятий (карантина);

направить копию представления в федеральный орган исполнительной власти в области нормативно-правового регулирования в ветеринарии и федеральный орган исполнительной власти в области ветеринарного надзора;

направить копию представления должностным лицам федеральных органов исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности, в природоохранные учреждения, органы исполнительной власти субъекта Российской Федерации, уполномоченные в области охоты и сохранения охотничьих ресурсов, в случае установления диагноза на АЧС на объектах, подведомственных указанным органам;

обеспечить проведение заседания специальной противоэпизоотической комиссии соответствующего субъекта Российской Федерации ;
________________
  Статья 17 Закона Российской Федерации от 14 мая 1993 г. N 4979-1 «О ветеринарии».

разработать проект акта об установлении ограничительных мероприятий (карантина) с соответствующим перечнем ограничений и направить его на рассмотрение руководителю высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации.

В случае установления диагноза на АЧС на объектах, подведомственных федеральным органам исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности, разработка проекта акта об установлении ограничительных мероприятий (карантина) с соответствующим перечнем ограничений осуществляется с учетом предложений должностных лиц ветеринарных (ветеринарно-санитарных) служб указанных органов, представленных не позднее 12 часов с момента получения ими информации об установлении диагноза на АЧС в соответствии с пунктом 29 настоящих Правил;

разработать и утвердить план мероприятий по ликвидации эпизоотического очага АЧС и предотвращению распространения возбудителя и направить его на рассмотрение руководителю высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации.

В случае установления диагноза на АЧС на объектах, подведомственных федеральным органам исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности, разработка плана мероприятий по ликвидации эпизоотического очага АЧС и предотвращению распространения возбудителя осуществляется с учетом предложений должностных лиц указанных органов, представленных не позднее 12 часов с момента получения ими информации об установлении диагноза на АЧС в соответствии с пунктом 29 настоящих Правил.

35. Руководитель высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации на основании представления руководителя органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, в течение 24 часов с момента его получения должен принять решение об установлении ограничительных мероприятий (карантина) на территории субъекта Российской Федерации.

36. В решении об установлении ограничительных мероприятий (карантина) должны быть указаны перечень вводимых ограничительных мероприятий, срок, на который устанавливаются ограничительные мероприятия, и определены:

ограниченная территория или помещение, в которых находятся источник возбудителя, факторы передачи возбудителя, и (или) свиньи, или дикие кабаны (далее — эпизоотический очаг), и (или) ограниченная территория, помещение либо транспортное средство, в которых находятся факторы передачи возбудителя (далее — инфицированный объект) (при наличии инфицированного объекта). При установлении диагноза на АЧС в разных хозяйствах одного муниципального образования радиус эпизоотического очага должен составлять не менее 5 км от границ хозяйств;

территория, прилегающая к эпизоотическому очагу, радиус которой составляет от 5 км до 20 км от границ эпизоотического очага (за исключением случаев, предусмотренных пунктом 37 настоящих Правил) и зависит от эпизоотической ситуации, ландшафтно-географических особенностей местности, хозяйственных, транспортных и других связей между населенными пунктами, хозяйствами, расположенными в этой зоне, и в эпизоотическом очаге (далее — угрожаемая зона);

территория, прилегающая к угрожаемой зоне, радиус которой составляет от 10 км до 100 км от границ угрожаемой зоны (за исключением случаев, предусмотренных пунктом 38 настоящих Правил) и зависит от эпизоотической ситуации, ландшафтно-географических особенностей местности, хозяйственных, транспортных и других связей между населенными пунктами, хозяйствами, расположенными в этой зоне и в эпизоотическом очаге (далее — зона наблюдения).

37. Территории предприятий по убою и переработке свиней и продуктов их убоя или оборудованных для этих целей убойных пунктов, перерабатывающих цехов (далее — предприятия по убою и переработке) и хозяйств, отнесенных к компартменту IV, исключаются из угрожаемой зоны в случае, если на момент принятия решения по результатам обследования предприятий по убою и переработке и (или) хозяйств на соответствие их ранее присвоенным компартментам в указанных предприятиях по убою и переработке и (или) хозяйствах не выявлено несоответствие хотя бы одному из критериев компартментализации, указанных в Правилах компартментализации.

38. Территории предприятий по убою и переработке и (или) хозяйств, отнесенных к компартментам III и IV, исключаются из зоны наблюдения в случае, если на момент принятия решения в указанных предприятиях по убою и переработке и (или) хозяйствах не выявлено несоответствие хотя бы одному из критериев компартментализации, указанных в Правилах компартментализации.

39. В случае если предприятия по убою и переработке расположены на территории, указанной в абзаце четвертом пункта 36 настоящих Правил, границы угрожаемой зоны должны быть увеличены до мест нахождения соответствующих предприятий включительно.

40. Должностное лицо организации, подведомственной органу исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющему переданные полномочия в области ветеринарии, должно проинформировать население и главу муниципального образования о возникновении эпизоотического очага.

41. Решением об установлении ограничительных мероприятий (карантина) вводятся ограничительные мероприятия в эпизоотическом очаге, угрожаемой зоне и зоне наблюдения и (или) на инфицированном объекте.

42. В эпизоотическом очаге:

а) запрещается:

в хозяйствах, осуществляющих содержание свиней:

посещение территории посторонними лицами, кроме персонала, выполняющего производственные (технологические) операции, в том числе по обслуживанию свиней, специалистов госветслужбы и привлеченного персонала для ликвидации очага, лиц, проживающих и (или) временно пребывающих на территории, признанной эпизоотическим очагом;

перемещение и перегруппировка свиней;

ввоз (ввод) и вывоз (вывод) свиней;

убой свиней;

вывоз продукции животноводства и растениеводства, включая корма;

въезд и выезд транспортных средств (за исключением транспорта, задействованного в мероприятиях по ликвидации эпизоотического очага и (или) по обеспечению жизнедеятельности людей, проживающих и (или) временно пребывающих на территории хозяйства);

в охотничьих угодьях и на иных территориях, являющихся средой обитания дикого кабана:

заготовка дикого кабана на мясо, для изготовления чучел, на иные цели;

заготовка кормов и подстилочного материала для свиней;

охота, за исключением охоты в целях регулирования численности охотничьих ресурсов ;
________________
  Статья 16 Федерального закона от 24 июля 2009 г. N 209-ФЗ «Об охоте и о сохранении охотничьих ресурсов и о внесении изменений в отдельные законодательные акты Российской Федерации».

б) осуществляется:

обеспечение смены одежды, обуви при входе и выходе с территории эпизоотического очага или хозяйства, в котором установлен диагноз на АЧС (далее — неблагополучная площадка), а также дезинфекционная обработка одежды, обуви при выходе с территории неблагополучной площадки, емкостей, в которых доставляются пища и вода для людей, работающих в эпизоотическом очаге, в соответствии с пунктом 55 настоящих Правил;

дезинфекционная обработка транспортных средств при въезде (выезде) на территорию (с территории) эпизоотического очага, а также технических средств в соответствии с пунктом 56 настоящих Правил;

в хозяйствах, осуществляющих содержание свиней:

изъятие свиней и диких кабанов и продуктов убоя  свиней и диких кабанов в соответствии с пунктом 46 настоящих Правил;
________________
  Пункт 3 Правил отчуждения свиней и изъятия продуктов животноводства при ликвидации очагов особо опасных болезней свиней, утвержденных Постановлением Правительства Российской Федерации от 26 мая 2006 г. N 310 (Собрание законодательства Российской Федерации, 2006, N 23, ст.2502).

оборудование дезбарьеров на входе и въезде на территорию (с территории) эпизоотического очага;

обеспечение отсутствия на территории эпизоотического очага животных без владельцев ;
________________
  Статья 3 Федерального закона от 27 декабря 2018 г. N 498-ФЗ «Об ответственном обращении с животными и о внесении изменений в отдельные законодательные акты Российской Федерации» (Собрание законодательства Российской Федерации, 2018, N 53, ст.8424).

проведение дератизации;

в охотничьих угодьях и на иных территориях, являющихся средой обитания дикого кабана:

обеспечение отсутствия на территории эпизоотического очага диких кабанов путем регулирования их численности .
________________
  Статья 27 Федерального закона от 24 апреля 1995 г. N 52-ФЗ «О животном мире» (Собрание законодательства Российской Федерации, 1995, N 17, ст.1462; 2007, N 1, ст.21).

43. Владельцы свиней при установлении на территории их хозяйств эпизоотического очага обязаны предоставить специалистам госветслужбы сведения о численности свиней с указанием числа погибших свиней за 30 календарных дней до даты принятия решения об установлении ограничительных мероприятий (карантина), а также сведения о реализации живых свиней и продукции свиноводства в течение 30 календарных дней до дня выявления заболевания.

44. Орган исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющий переданные полномочия в области ветеринарии, должен организовать выставление на дорогах, ведущих из эпизоотического очага к границам угрожаемой зоны, круглосуточных контрольно-пропускных постов, оборудованных временными дезбарьерами, шлагбаумами, пароформалиновыми камерами для обработки одежды, дезинфекционными установками и контейнерами для сбора изъятой продукции, подлежащей изъятию согласно пункту 46 настоящих Правил, с круглосуточным дежурством и привлечением сотрудников полиции в соответствии с положениями статьи 16 Федерального закона от 7 февраля 2011 г. N 3-ФЗ «О полиции» (Собрание законодательства Российской Федерации, 2011, N 7, ст.900; 2014, N 30, ст.4259).

В случае если на территории угрожаемой зоны отсутствуют свиньи или содержащиеся в неволе дикие кабаны (за исключением хозяйств, отнесенных к компартменту IV и исключенных из угрожаемой зоны), контрольно-пропускные посты должны быть выставлены на выездах (выходах) из эпизоотического очага.

Круглосуточная работа на контрольно-пропускных постах должна осуществляться до завершения уничтожения и переработки всех свиней (их трупов), изъятия и переработки (уничтожения) всей продукции, полученной от убоя свиней и продукции переработки продуктов убоя свиней в эпизоотическом очаге, угрожаемой зоне, и проведения второй (текущей) дезинфекции в эпизоотическом очаге.

45. При введении ограничения, указанного в пункте 44 настоящих Правил, орган исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющий переданные полномочия в области ветеринарии, должен обеспечить организацию мероприятий по установке на дорогах временных дезбарьеров (длинной не менее 6 м, по ширине проезжей части дороги) и шлагбаумов, технических средств организации дорожного движения и указателей, предупреждающих о наличии эпизоотического очага и угрожаемой зоны, ограничивающих въезд (проезд) транспортных средств и указывающих направление движения.

46. В эпизоотическом очаге в течение не более 7 календарных дней со дня принятия решения об организации и проведении отчуждения свиней и изъятия продуктов животноводства руководителем органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии  проводится изъятие свиней и полученной от них продукции животноводства под контролем специалистов госветслужбы.
________________
  Пункт 7 Правил отчуждения животных и изъятия продуктов животноводства при ликвидации очагов особо опасных болезней животных, утвержденных постановлением Правительства Российской Федерации от 26 мая 2006 г. N 310.

47. Убой отчужденных свиней осуществляется бескровным методом. Трупы павших и убитых свиней, продукты убоя и переработки продуктов убоя свиней, отходы, полученные при убое свиней, уничтожаются в соответствии с ветеринарными правилами перемещения, хранения, переработки и утилизации биологических отходов, утверждаемыми в соответствии со статьей 2.1 Закона Российской Федерации от 14 мая 1993 г. N 4979-1 «О ветеринарии».

Остатки кормов и подстилки, деревянные кормушки, перегородки, полы уничтожаются методом сжигания на месте уничтожения трупов свиней.

48. Дезинфекции в эпизоотическом очаге при АЧС у свиней подлежат территории ферм, свиноводческих комплексов, здания (помещения) по содержанию свиней и другие места, где содержались свиньи, помещения, связанные с пребыванием персонала, обслуживающего свиней, бойни и другие сооружения (в том числе холодильники, морозильные камеры после их разморозки) и имеющееся в них оборудование, транспортные средства, используемые для перевозки свиней, навоза, кормов, сырья и продуктов животного происхождения, инвентарь и предметы ухода за животными, одежда и обувь  обслуживающего персонала, навоз и другие объекты, с которыми могли контактировать свиньи или персонал, обслуживающий свиней.

Дезинфекции в эпизоотическом очаге при АЧС у диких кабанов подлежат места обнаружения павших диких кабанов, подкормочные площадки.

Обеззараживание зданий (помещений) по содержанию свиней и других мест, где содержались свиньи, должно выполняться в 3 этапа: первый — предварительная дезинфекция, проводимая сразу после освобождения помещений (территории) от свиней, второй — текущая дезинфекция, проводимая после снятия деревянных полов, перегородок, кормушек и проведения механической очистки, третий — заключительная дезинфекция, проводимая не позднее чем за 3 календарных дня до планируемой даты отмены карантина.

49. Для дезинфекции объектов, указанных в пункте 48 настоящих Правил, должны применяться хлорсодержащие (с содержанием действующего вещества не менее 25%) или другие дезинфицирующие растворы, обладающие высокой вирулицидной активностью в отношении возбудителя, согласно инструкциям по применению (далее — дезсредства);

При температуре воздуха ниже 0°С обрабатываемые поверхности, за исключением поверхностей внутри помещений, должны быть увлажнены водой из расчета 10 дм /м  и посыпаны сухой хлорной известью или гипохлоритом натрия с содержанием не менее 25% активного хлора из расчета 2 кг/м .

Для проведения дезинфекции внутри помещений в них должен быть проведен нагрев воздуха до достижения температуры не менее 5°С на протяжении не менее чем 4 часов до и 6 часов после обработки.
50. Предварительная дезинфекция внутри помещений должна проводиться в соответствии с пунктом 49 настоящих Правил.

По завершении времени экспозиции предварительной дезинфекции зданий (помещений) по содержанию свиней и других мест, где содержались свиньи, должны быть сняты деревянные полы, кормушки, внутренние ограждающие конструкции, проведена дезинсекция, дезакаризация и дератизация. Трупы грызунов, собранные после дератизации, а также весь снятый деревянный материал, горючий мусор и инвентарь должны быть уничтожены сжиганием на месте уничтожения трупов свиней. Внутри обрабатываемых помещений должна быть проведена их механическая очистка от навоза, остатков корма, других загрязнений и мойка поверхностей стен, полов, потолка, окон, дверей, конструкций навозоудаления и другого оборудования водой с температурой не менее 40°С с добавлением моющих средств, а также 2-3% сульфоната, или кальцинированной соды, или едкого натра, или других поверхностно-активными веществами*. Процесс очистки должен быть завершен только после того, как не обнаруживаются следы загрязнения биологического происхождения.
________________
* Текст документа соответствует оригиналу. — Примечание изготовителя базы данных.

51. Текущая дезинфекция зданий (помещений) по содержанию свиней и других мест, где содержались свиньи, осуществляется после проведения мероприятий, предусмотренных пунктом 50 настоящих Правил.

При отсутствии в обрабатываемых дезсредствами местах твердого покрытия через 24 часа после обработки слой почвы на глубину не менее 10 см должен быть снят и закопан в яму поверх зольных остатков уничтоженных трупов свиней или в земляную траншею на глубину не менее 2 м. Дно углубления, образовавшегося после выемки грунта, обрабатывается дезсредствами.

52. Заключительная дезинфекция зданий (помещений) по содержанию свиней и других мест, где содержались свиньи, осуществляется после проведения мероприятий, предусмотренных пунктом 51 настоящих Правил.

53. После завершения срока экспозиции дезсредств при проведении заключительной дезинфекции специалистом госветслужбы должны быть отобраны 10 смывов с обработанных поверхностей для исследования на наличие жизнеспособных клеток золотистого стафилококка (далее — жизнеспособные клетки). При наличии в смывах жизнеспособных клеток здания (помещения) по содержанию свиней и другие места, где содержались свиньи, должны быть подвергнуты повторной однократной дезинфекции в соответствии с пунктом 49 настоящих Правил с отбором смывов до получения результатов исследования, свидетельствующих об отсутствии в смывах жизнеспособных клеток.

54. Навозная жижа в жижесборнике смешивается с дезсредствами.

Навоз в навозохранилище обрабатывается дезсредствами, перемещается в земляную траншею и закапывается на глубину 1,5 м. Края навозохранилища также обрабатываются дезсредствами. По всему периметру с внешней стороны навозохранилища устанавливается изгородь из колючей проволоки и выкапывается канава шириной 0,6 м и глубиной 0,4 м.

55. Одежда и обувь при каждом выходе с неблагополучной площадки должны подвергаться дезинфекционной обработке с использованием паров формальдегида в пароформалиновой камере в течение 1 часа при температуре 57-60°С, расходе формалина 75 см /м  водного раствора формалина с содержанием 1,5% формальдегида или путем полнопогружного замачивания в дезсредстве в соответствии с инструкцией по его применению и последующего кипячения в 5-процентном растворе кальцинированной соды не менее 30 минут с момента закипания.

Дезинфекционная обработка емкостей, в которых доставляются пища и вода для людей, работающих в эпизоотическом очаге, при вывозе с территории эпизоотического очага проводится с использованием дезсредств в соответствии с инструкциями по их применению.

По окончании проведения мероприятий в эпизоотическом очаге ранее использованная для работ в эпизоотическом очаге одежда и обувь подлежат дезинфекционной обработке или уничтожению путем сжигания на месте уничтожения трупов свиней.

56. Транспортные средства при въезде (выезде) на территорию (с территории) эпизоотического очага подлежат дезинфекционной обработке на специально подготовленной площадке, оборудованной на расстоянии не более 3 км от места уничтожения трупов свиней (далее — дезинфекционная площадка).

Для выезда обработанных транспортных средств с дезинфекционной площадки должен быть оборудован съезд на дорогу с твердым покрытием, подвергнутую дезинфекционной обработке 2-процентным раствором теотропина при норме расхода 30 дм /м  или другим дезинфицирующим средством, предназначенным для обработки поверхностей вне помещений, в соответствии с инструкцией по его применению.

57. Все наружные поверхности транспортных средств, а также внутренние поверхности их кузовов должны быть обработаны 1,5-процентным раствором формальдегида или 3-процентными растворами фоспара или парасода, или 1,5-процентным раствора параформа, приготовленным на 0,5-процентном растворе едкого натра, или 5-процентным раствором хлорамина из расчета 1 дм  на 1 м  с экспозицией 30 минут, или другими дезинфицирующими средствами, предназначенным для обработки поверхностей вне помещений, в соответствии с инструкциями по их применению. При температуре окружающего воздуха ниже 5°С применяются растворы дезинфицирующих средств с температурой не ниже 50°С. При температуре окружающего воздуха ниже минус 20°С растворы дезинфицирующих средств должны содержать не менее 20% поваренной соли.

Механическая очистка должна проводиться в отношении всех наружных поверхностей технических средств, внутренних поверхностей их кузовов (при наличии) и их мойка с применением поверхностно-активных веществ с высокими моющими свойствами.

После мойки все наружные поверхности технических средств, а также внутренние поверхности их кузовов (при наличии) должны быть обработаны дезинфицирующими средствами, указанными в абзаце четвертом настоящего пункта, с экспозицией не менее 2 часов.

Одновременно с проведением мойки и обработки наружных поверхностей технического средства при температуре наружного воздуха ниже 10°С должна подвергаться внутреннему нагреву его кабина (кабины) управления, после чего:

должна быть снята временная защита с рукоятей управления. Их наружные поверхности, педали ножного управления, резиновые коврики, доступные для обработки части торпеды, клавиши управления, ручки открывания дверей; двери должны быть смочены и протерты спиртосодержащими дезинфицирующими средствами или свежеприготовленным 5-процентным раствором перекиси водорода с экспозицией 30 минут;

должна быть снята временная защита (полиэтиленовое или другое влагонепроницаемое покрытие) с сидений, которая вместе с другими снятыми в кабине управления защитными покрытиями, мусором, одноразовыми средствами защиты обуви, одежды, рук водителя (оператора) должна складироваться в герметичную упаковку, внешняя поверхность которой должна быть обработана дезинфицирующими средствами в соответствии с инструкциями по их применению. Такая упаковка должна быть уничтожена путем сжигания на месте уничтожения трупов свиней.

58. На инфицированных объектах осуществляются мероприятия, указанные в пунктах 48, 49 настоящих Правил.

Имеющиеся на указанных объектах продукты убоя свиней и продукты их переработки, в отношении которых установлен диагноз на АЧС, подлежат уничтожению в соответствии с пунктами 46, 47 настоящих Правил.

Имеющиеся на указанных объектах продукты убоя свиней (продукты их переработки), в случае если их переработка, упаковка, хранение, транспортирование осуществлялось на одном оборудовании и (или) в одном помещении с продуктами убоя свиней и продуктами их переработки, в отношении которых установлен диагноз на АЧС, а также продукты убоя (продукты переработки продуктов убоя) животных других видов, переработка, транспортирование и хранение которых не осуществлялись изолированно от продуктов убоя свиней (продуктов их переработки), за исключением продукции, упакованной в герметичную (в том числе вакуумную) упаковку, перерабатываются при температуре не менее 70°С в течение не менее 30 минут, в том числе на консервы, или уничтожаются путем сжигания. Полученные при переработке кости, шкура, обрезки и отходы подлежат проварке в течение не менее 30 минут, при температуре в толще продукта не менее 70°С или уничтожению путем сжигания.

Продукты убоя свиней (продукты их переработки), а также продукты убоя (продукты переработки продуктов убоя) животных других видов, переработка, транспортирование и хранение которых не осуществлялись изолированно от продуктов убоя (продуктов переработки продуктов убоя) свиней, упакованные в герметичную (в том числе вакуумную) упаковку, при условии их предшествующей переработки и упаковки изолированно от продуктов убоя свиней и продуктов их переработки, в отношении которых установлен диагноз на АЧС, хранившиеся с ними в одной холодильной камере, подвергаются дезинфекции по внешней оболочке 5-процентным раствором хлорамина с экспозицией 3 часа или другими дезсредствами при условии, что упаковка сохраняет свою герметичность после такой обработки.

Продукция после переработки в соответствии с абзацем третьим настоящего пункта (кроме консервов) или после дезинфекции в соответствии с абзацем четвертым настоящего пункта подлежит реализации в пределах неблагополучной территории. Консервы реализуются без ограничений.

Продукты убоя (продукты переработки продуктов убоя) животных других видов, переработка, транспортирование и хранение которых осуществлялись изолированно от продуктов убоя свиней (продуктов их переработки) свиней, реализуются без ограничений.

Оборудование, инвентарь, одежда и обувь, используемые при переработке продукции, указанной в настоящем пункте, после каждой производственной смены подлежат дезинфекционной обработке с применением дезсредств.

59. В угрожаемой зоне:

а) запрещается:

вывоз свиней, кроме вывоза свиней с территории хозяйств, отнесенных к компартменту IV и исключенных из угрожаемой зоны в соответствии с пунктом 37 настоящих Правил;

реализация свиней и продуктов убоя свиней непромышленного изготовления;

вывоз и пересылка, включая почтовые отправления, продуктов убоя свиней и продуктов их переработки, отходов свиноводства, оборудования и инвентаря, используемого при содержании свиней, кроме вывоза с территории хозяйств, отнесенных к IV компартменту и исключенных из угрожаемой зоны в соответствии с пунктом 37 настоящих Правил проведение сельскохозяйственных ярмарок, выставок (аукционов) и других мероприятий, связанных с передвижением, перемещением и скоплением свиней;

заготовка на территории угрожаемой зоны и вывоз кормов, за исключением комбикормов промышленного производства и фуражного зерна, прошедших термическую обработку при температуре не менее 70°С, обеспечивающую их обеззараживание;

все виды охоты, за исключением охоты в целях регулирования численности охотничьих ресурсов;

б) осуществляется:

направление свиней на убой и переработку на предприятия по убою и переработке, расположенные в угрожаемой зоне. В случае отсутствия таких предприятий осуществляется изъятие свиней и иные мероприятия, предусмотренные пунктами 46 и 47 настоящих Правил. Указанные мероприятия не осуществляются в отношении хозяйств, отнесенных к компартменту IV и исключенных из угрожаемой зоны в соответствии с пунктом 37 настоящих Правил;

переработка мяса и других продуктов убоя свиней, пригодных к использованию для пищевых целей по результатам ветеринарно-санитарной экспертизы , при температуре не менее 70°С в толще продукта в течение не менее 30 минут. При невозможности осуществления в угрожаемой зоне переработки мяса и других продуктов убоя свиней организуется изъятие и уничтожение мяса и других продуктов убоя свиней в соответствии с пунктами 46, 47 настоящих Правил. Указанные мероприятия не осуществляются в отношении хозяйств, отнесенных к компартментам III и IV;
________________
  Статья 21 Закона Российской Федерации от 14 мая 1993 г. N 4979-1 «О ветеринарии».

обеспечение отсутствия на территории угрожаемой зоны диких кабанов путем регулирования их численности;

обследование охотничьих угодий и иных территорий, являющихся средой обитания дикого кабана, в целях выявления захоронений павших свиней, а также случаев падежа диких кабанов.

60. В угрожаемой зоне перевозка свиней для убоя и переработки, за исключением хозяйств, отнесенных к компартменту IV и исключенных из угрожаемой зоны в соответствии с пунктом 37 настоящих Правил, осуществляется в сопровождении лица, являющегося представителем хозяйства, и специалиста госветслужбы.

Транспортное средство после выгрузки свиней подлежит механической очистке и дезинфекционной обработке с использованием дезинфицирующих средств, предназначенных для обработки поверхностей вне помещений, согласно инструкциям по их применению на специально оборудованной для этих целей площадке до выезда с территории предприятия по убою и переработке.

61. Полученная продукция (кроме консервов) используется в пределах угрожаемой зоны, за исключением предприятий по убою и переработке, отнесенных к компартменту IV. Консервы реализуются без ограничений.

Шкуры убитых свиней в течение 48 часов обеззараживаются в 26-процентном растворе поваренной соли, в который добавляется 1-процентная соляная кислота при температуре раствора 20-22°С. На одну весовую часть парных шкур вносится 4 части раствора.

Кости, кровь, ноги, желудки, кишки убитых свиней, боенские отходы перерабатываются на мясокостную муку.

При невозможности переработки на мясокостную муку указанное сырье подвергается проварке в течение 150 минут и используется на корм птице в пределах угрожаемой зоны или уничтожается сжиганием.

62. В зоне наблюдения:

а) запрещается:

ввоз свиней для воспроизводства, за исключением ввоза в хозяйства, отнесенные к компартментам III и IV и исключенные из зоны наблюдения в соответствии с пунктом 38 настоящих Правил;

ввоз свиней для откорма, за исключением ввоза свиней, вакцинированных в хозяйстве-поставщике против рожи свиней и классической чумы свиней, не ранее 30 календарных дней до дня ввоза на территорию зоны наблюдения;

реализация свиней и продуктов убоя свиней непромышленного изготовления;

проведение сельскохозяйственных ярмарок, выставок, торгов и других мероприятий, связанных с передвижением, перемещением и скоплением свиней, кроме случаев, связанных с производственной деятельностью хозяйств, отнесенных к компартментам III и IV и исключенных из зоны наблюдения в соответствии с пунктом 38 настоящих Правил;

выгульное содержание свиней, в том числе под навесами. В зоне наблюдения владельцы свиней должны обеспечить их содержание, исключающее контакт между свиньями и дикими животными;

убой свиней, за исключением убоя на предприятиях по убою и переработке, с отбором Проб для лабораторных исследований на АЧС в соответствии с пунктами 24-28 настоящих Правил;

вывоз свиней, кроме вывоза свиней из хозяйств, отнесенных к компартментам III и IV и исключенных из зоны наблюдения в соответствии с пунктом 38 настоящих Правил;

вывоз продуктов убоя свиней и продуктов их переработки, за исключением продукции промышленного изготовления, продукции непромышленного изготовления, переработанной или обеззараженной в соответствии с пунктом 58 настоящих Правил и продукции, происходящей из хозяйств, отнесенных к III и IV компартментам и исключенных из зоны наблюдения в соответствии с пунктом 38 настоящих Правил;

охота на дикого кабана, за исключением охоты в целях регулирования численности.

63. В зоне наблюдения с целью доказательства отсутствия циркуляции вируса АЧС осуществляется:

наблюдение за состоянием здоровья свиней;

обследование охотничьих угодий и иных территорий, являющихся средой обитания дикого кабана, в целях выявления захоронений павших свиней в природной среде, а также случаев падежа диких кабанов;

отбор Проб для проведения лабораторных исследований на АЧС из всех имеющихся в зоне наблюдения хозяйств (не менее одного обследования за период карантина всех имеющихся в зоне наблюдения хозяйств) в соответствии с пунктом 13 настоящих Правил.

VII. Отмена карантина и последующие ограничения

64. Отмена карантина осуществляется после проведения мероприятий, предусмотренных настоящими Правилами, но не ранее чем через 30 календарных дней после уничтожения свиней и (или) диких кабанов в эпизоотическом очаге и убоя (уничтожения) свиней в угрожаемой зоне, за исключением хозяйств, отнесенных к компартменту IV и исключенных из угрожаемой зоны в соответствии с пунктом 37 настоящих Правил.

65. Руководитель органа исполнительной власти субъекта Российской Федерации, осуществляющего переданные полномочия в области ветеринарии, при получении от должностного лица организации, подведомственной органу исполнительной власти субъекта Российской Федерации в области ветеринарии, или от должностного лица ветеринарно-санитарной службы федерального органа исполнительной власти в области обороны, в сфере внутренних дел, в сфере деятельности войск национальной гвардии Российской Федерации, в сфере исполнения наказаний, в сфере государственной охраны и в области обеспечения безопасности (в случае если эпизоотический очаг был выявлен на объектах, подведомственных указанным органам) заключения о выполнении предусмотренных ветеринарным законодательством Российской Федерации специальных мероприятий по ликвидации очагов АЧС должен направить представление руководителю высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации об отмене ограничительных мероприятий (карантина) на территории субъекта Российской Федерации, в котором был зарегистрирован очаг АЧС.

Руководитель высшего исполнительного органа государственной власти субъекта Российской Федерации принимает решение об отмене ограничительных мероприятий (карантина) на территории субъекта Российской Федерации, в котором был зарегистрирован очаг АЧС.

66. После отмены карантина на территории эпизоотического очага, угрожаемой зоны и зоны наблюдения в течение 180 календарных дней сохраняются следующие ограничения, введенные согласно пунктам 42, 59 и 62 настоящих Правил соответственно:

запрет на вывоз свиней, продуктов убоя свиней и продуктов их переработки, не прошедших термическую обработку при температуре не менее 70°С, обеспечивающую ее обеззараживание, за пределы территории зоны наблюдения, кроме хозяйств, отнесенных к компартменту IV и исключенных из угрожаемой зоны и зоны наблюдения в соответствии с пунктами 37 и 38 настоящих Правил, а также хозяйств, отнесенных к компартменту III и исключенных из зоны наблюдения в соответствии с пунктом 38 настоящих Правил;

запрет на реализацию свиней на территориях угрожаемой зоны и зоны наблюдения, кроме хозяйств, имеющих компартмент IV и исключенных из угрожаемой зоны и зоны наблюдения в соответствии с пунктами 37 и 38 настоящих Правил, а также хозяйств, отнесенных к компартменту III и исключенных из зоны наблюдения в соответствии с пунктом 38 настоящих Правил.

67. В течение 180 календарных дней со дня установления диагноза на АЧС на неблагополучной территории осуществляется наблюдение за состоянием здоровья свиней и диких кабанов, отбор Проб и их лабораторные исследования на АЧС, которые должны проводиться не менее двух раз (в период от 1 до 5 месяцев со дня установления диагноза на АЧС). Количество свиней, от которых отбираются Пробы, определяется в соответствии с пунктом 13 настоящих Правил. Пробы патологического материала для исследования на АЧС отбираются от всех павших и вынужденно убитых свиней, а также от всех павших диких кабанов.

68. Комплектование хозяйств поголовьем свиней на территории эпизоотического очага и угрожаемой зоны допускается через 1 год после отмены карантина, если иное не установлено настоящими Правилами. В свободных помещениях, не занятых после уничтожения (убоя) поголовья свиней, до истечения указанного срока допускается размещение и содержание невосприимчивых к АЧС животных (включая птиц).

69. В свободных помещениях хозяйства, в котором организовано содержание животных в специализированных, изолированных помещениях с технологическим приемом «все свободно — все занято» и система ветеринарно-санитарной защиты (далее — хозяйство, работающее в режиме закрытого типа) не ранее чем через 3 месяца после отмены карантина, допускается размещение свиней в возрасте 2 месяцев и старше в количестве 10% от поголовья, предполагаемого к дальнейшему содержанию в одном помещении для содержания свиней, независимо от их возраста (далее — свиньи-индикаторы) при соблюдении следующих условий:

а) свиньи-индикаторы должны быть маркированы и размещены в количестве не более 5% от поголовья, но не менее 2 голов от расчетной вместимости, во всех станках каждого из помещений, где предполагается постоянное или временное содержание свиней;

б) специалистом госветслужбы должен осуществляться ежедневный клинический осмотр свиней-индикаторов с измерением температуры тела не менее чем у 10% свиней в каждом станке;

в) продолжительность периода наблюдения за свиньями специалистами госветслужбы должна составлять не менее 60 календарных дней со дня размещения свиней-индикаторов в помещениях для содержания свиней.

По завершении периода наблюдения проводится отбор Проб в соответствии с пунктом 24 настоящих Правил от всех свиней-индикаторов в каждом из помещений для содержания свиней. Отобранные пробы должны исследоваться на АЧС методом ПЦР.

70. Специальная противоэпизоотическая комиссия соответствующего субъекта Российской Федерации принимает решение о разрешении комплектования хозяйства, работающего в режиме закрытого типа, поголовьем свиней не ранее чем через 8 месяцев после отмены карантина при условии неустановления диагноза на АЧС при проведении лабораторных исследований Проб от свиней-индикаторов.

Электронный текст документа
подготовлен АО «Кодекс» и сверен по:
Официальный интернет-портал
правовой информации
www.pravo.gov.ru, 29.01.2021,
N 0001202101290044

  • Review
  • Open Access
  • Published: 02 July 2020

Porcine Health Management

volume 6, Article number: 17 (2020)
Cite this article

  • 16k Accesses

  • 54 Citations

  • 13 Altmetric

  • Metrics details

Abstract

African swine fever (ASF), a disease of obligatory declaration to the World Organization for Animal Health (OIE), has contributed to poverty and underdevelopment of affected areas. The presence of ASF has been historically neglected in Africa, contributing to its uncontrolled expansion and favouring its spread to continental Europe on at least three occasions, the last one in 2007 through the Republic of Georgia. Since then, African swine fever virus (ASFV) has spread to neighbouring countries, reaching the European Union in 2014, China in the summer of 2018 and spreading through Southeast Asia becoming a global problem. Lack of available vaccines against ASF makes its control even more difficult, representing today the number one threat for the swine industry worldwide and negatively affecting the global commerce equilibrium.

Main body

In this review, we intend to put in perspective the reality of ASF vaccination today, taking into account that investment into ASF vaccine development has been traditionally unattractive, overall since ASF-free areas with large swine industries applied a non-vaccination policy for diseases listed by the OIE. The dramatic situation suffered in Asia and the increasing threat that ASF represents for wealthy countries with large swine industries, has dramatically changed the perspective that both private and public bodies have about ASF vaccinology, although this is controversial. The feasibility of modifying the ASFV genome has led to safe and efficacious experimental recombinant live attenuated viruses (LAVs). The main challenge today will be confirming the safety and efficacy of these technologies in the field, accelerating transfer to the industry for official registration and commercialization. The complexity of ASFV, together with the lack of knowledge about the mechanisms involved in protection and the specific antigens involved in it, requires further investment in research and development. Although far from the efficacy achieved by LAVs, subunit vaccines are the optimal choice for the future. If the world can wait for them or not is a contentious issue.

Conclusion

Despite their inherent disadvantages, LAVs will be the first technology to reach the market, while subunit vaccines will need much further research to become a successful commercial reality.

Background

African swine fever (ASF) is a swine hemorrhagic viral disease that is of mandatory declaration to the World Organization for Animal Health (OIE). The disease is caused by African swine fever virus (ASFV), a large nucleocytoplasmic virus that contains a double-stranded 170–190 kb DNA genome, encoding 151–167 open reading frames (ORFs) [1]. The ASFV virion is a complex multi-enveloped and multi icosahedral particle containing at least 68 different structural viral polypeptides and 21 cellular proteins and possess a much more complex structure than previously believed [1,2,3]. ASFV replicates predominantly in mononuclear-phagocytic cells (monocytes and macrophages), which play a front-line role in activating and orchestrating the innate and adaptive host responses. During infection, ASFV express multiple proteins that subverts several host pathways in order to ensure efficient virus replication in vivo [4]. ASF was described for the first time in Kenya in 1921 as a lethal hemorrhagic disease affecting the first European imported domestic pigs and being maintained asymptomatically in a sylvatic cycle between ticks of the genus Ornithodoros and warthogs (Phacochoerus spp.), acting as long-term carriers and reservoirs of ASFV [5]. The complex live cycle of ASFV in this region explains the actual presence of more than 24 different ASFV genotypes, classification based on the sequence of B646L, encoding p72, the major capsid protein [6]. Outside Africa, only genotypes I and II have been found and both domestic pigs and wild boars (both being Sus scrofa), are equally susceptible to the disease [7]. When introduced into disease-free regions or domestic pig populations, the disease predominantly shows acute forms with high mortality rates up to 100%. After several years of ASFV presence in endemic areas, mortality rates decline due to virus adaptation to the hosts and infected individuals show subacute forms of the disease or even no clinical signs, complicating even more its detection and eradication, as described in the Iberian Peninsula [8]. ASFV can spread into neighboring areas carried by free-ranging infected wild animals but it can also emerge into new distant areas by the illegal transport of infected pigs, the use of contaminated pork or pork products for feeding pigs, or even fomites such as equipment (boots, trucks, etc.) not properly disinfected. Once established, the virus disseminates via oral-nasal routes by direct contact between infected and non-infected individuals or with contaminated products [9]. Unfortunately, ASFV is one of the most resistant viruses to chemical and physical inactivation, therefore complicating the tasks of disinfection. Transcontinental spread of ASFV from Africa first occurred in two consecutive waves: 1957 and 1960, when genotype I viruses emerged in Spain and Portugal, where it became endemic and spreading to other European countries, South America and the Caribbean. The eradication campaign from the European Continent lasted more than 30 years and provoked enormous economic losses in affected countries [8]. The complex ASFV epidemiological situation above described in Africa, together with the absolute lack of intervention from the rest of the world, facilitated the exportation of the virus again to Europe, catching us totally off guard and unprepared. Thus, barely 10 years after declaring the continental European Union (EU) free of ASF, a second transcontinental outbreak occurred in 2007, when genotype II ASFV from Eastern Africa was first detected in Georgia [10]. From the Caucasus, and with the involvement of wild boars in the spread, ASFV broke first into Eastern Europe and Baltic Countries, reaching the first EU countries in 2014. In August–September 2018, ASFV was declared in China, the country that raises half of the world’s pig population and a year and a half later the situation can be described as a global epidemic threating global swine production [11].

The need of a vaccine for ASFV

Lack of vaccines against ASF leaves the control of the disease to an efficient and rapid diagnosis and the culling of infected and exposed animals (www.oie.int). This strategy has been demonstrated as inefficient in countries with limited resources, incapable of implementing fair policies of compensation and ASF control.

Lack of efficient treatments or vaccines against ASF complicate ASF control even more. Development of vaccines against ASF has been historically unattractive for the industry. On one hand, ASF remained endemic almost exclusively in Africa, and on the other hand, ASF-free countries with developed swine industries apply a non-vaccination policy for diseases of obligatory declaration to the OIE (www.oie.int). Therefore, there is still a lot of work to perform to provide safe and efficient vaccines and to guarantee their optimal application in the field [12]. However, the entrance of ASFV in China has totally changed the perception of ASF vaccinology [13, 14]. Limited resources together with the complexity of the virus have contributed to explaining the gaps existing today regarding ASFV infection and immunity. So far, the precise nature of the host protective responses has not been fully determined and protective antigens remain to be identified, hampering the rational design of vaccines. Despite these limitations, the few laboratories devoted to work on ASF vaccinology, have contributed to several seminal findings in the field [15]. Thus, we can confirm today: first, that vaccines against ASF are not a utopia; second, that LAVs can be a short-medium term reality to fight the disease, overall in endemic regions or regions in danger to become endemic; and third, that subunit vaccines can be a long-term vaccine choice.

Collaborative efforts between academia and industry should allow the improvement of safety and DIVA properties (capable to Differentiate Infected from Vaccinated Animals) of the experimental vaccine prototypes below described. This should be the beginning of a new era for ASF vaccinology where continuous collaborative research will be needed to obtain the safest and most efficient vaccine in the future. Controlling the virus in Asia and Europe is mandatory for the swine industry, but controlling ASFV in Africa should be mandatory for humanity. Even if we do not appeal to humanitarian reasons, we should turn to common sense, since reducing the epidemiological pressure of ASFV in Africa should diminish the risk of exportation of new ASFV strains in the future. Collaboration between researchers in the field, private companies, governmental bodies and international organisms such as the OIE and the Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO) is necessary if we are willing to succeed in controlling ASF, today the number one global threat for animal health.

Classical vaccines: understanding the mechanisms involved in protection

Classical vaccines based on inactivated ASFV, independently of the inactivation method and the adjuvant used, have proven ineffective [16, 17]. Despite inactivated vaccines being very efficient at inducing antibodies, on occasions capable of blocking the virus in fluids, they are not very efficient at inducing specific cytotoxic CD8+ T-cells (CTLs) [18], crucial for elimination of virus-infected cells. Incorporation of new adjuvant formulations and novel and more innocuous inactivation procedures, might contribute to designing efficient inactivated vaccines in the future [1,2,3].

LAVs, whether naturally attenuated or adapted to tissue culture, have been used as experimental models to understand the mechanisms involved in homologous protection against ASF.

The presence of ASFV-specific CTLs was initially demonstrated using PBMCs from animals surviving the infection with attenuated viruses [19,20,21]. More recently, the CTL activity has been associated to both CD8+ and double positive CD4+/CD8+ T-lymphocytes, the latter thought to include memory/effector T cells [22]. The definitive evidence identifying ASFV-specific T-cells as crucial for ASFV protection came after the demonstration that in vivo depletion of CD8+ cells abrogated protective immunity to ASFV [23]. Today we know that two distinct phenotypes of porcine CTLs are capable to lyse ASFV-infected cells: a conventional CD8 single positive, and a CD4+CD8αβ+ phenotype, both being perforin positive and showing swine leukocyte antigen I (SLA I)-restricted cytotoxicity. Increasing levels of circulating conventional CD8+ T-lymphocytes have been correlated with the onset of ASF clinical signs, while CD4/CD8αβ double positive CTLs were significantly increased in protected pigs [24].

Similarly, passive administration of antibodies or colostrum from ASF convalescent pigs, conferred partial protection against experimental ASFV lethal challenge [25, 26], therefore demonstrating their protective potential. Nonetheless, 25 years later, the exact mechanisms by which this partial protection was afforded are not yet fully understood. While some authors correlated the protection afforded with the presence of antibody-dependent cell-mediated cytotoxicity [26], others associated it with the presence of neutralizing antibodies [27], an issue still controversial today [28]. A third complementary mechanism of antibody-mediated protection has been postulated [29] based on studies using sera from pigs surviving the infection with several hemadsorbing ASFV strains. In these studies, a direct correlation was observed between the presence of hemagglutination inhibitory antibodies, the ability of these antibodies to in vitro inhibit ASFV infection and the capability of these animals to survive the experimental challenge with the homologous virulent virus [30].

In our vision, both an adequate innate immune response [31] together with adaptive responses, including antibodies and CD8+ T cells, will be essential to induce sterilizing immunity against ASFV.

Despite their enormous efficacy, the use of ASF LAVs as vaccines in the field is still controversial [12], mainly due to biosafety concerns related to their inherent infectious nature. Natural attenuation of ASFV in endemic areas has complicated its eradication, mainly due to the difficult identification of chronically infected pigs that might act as continuous reservoirs [8]. ASFV chronicity paralleled with a total change of clinical findings [32]. The concomitant presence of virus and antibodies correlated with the presence of lesions compatible with immune complex deposition, including necrotic foci in joint swelling [33,34,35]. Antibody exacerbation phenomenon has been also observed after immunization with inactivated virus and even after experimental immunization with subunit vaccines [17, 36,37,38]. The fine balance existing between the protective and detrimental role of ASFV-specific antibody response needs further investigation, both from the basic and applied point of view. Understanding the intrinsic mechanisms explaining the protection and the exacerbation caused by ASFV-specific antibodies is crucial for future vaccine designs. Albeit not frequently reported, natural attenuation of ASFV has been also reported more recently in the Caucasian region, mostly associated to wild boars [39, 40]. Experimental infection with some of these new isolates ratified their attenuation in domestic pigs [40] and in wild boars [41]. Together with the polemic use of these ASFV strains as vaccines or as vaccine templates in the future [12, 41], their presence in nature open new concerns about the eradication measures today in place, based on detecting ASFV nucleic acid. The presence of attenuated ASFV isolates in the field deserves deeper studies and if confirmed, evaluating the additional implementation of antibody detection methods as performed during the eradication campaigns in Spain [42]. China, where the virus has infected more pigs in only 1 year that in its entire history, might parallel the fastest evolution ever recorded for ASFV, therefore increasing the risk for the region to become endemic. What in the short term might look like a successful exit from the current living drama could bring long-term consequences for global commerce.

Recombinant LAVs: coming closer to the market

Today the possibility of deleting specific genes using recombination technologies [43] or by genome editing using the CRISPR-Cas9 system [44], opens the possibility of obtaining safer LAVs. The main LAVs tested in vivo are summarized In Table 1, especially remarking those with potential to protect against the virus currently circulating in Europe and Asia. Genome manipulation has provided crucial information about essential and non-essential ASFV genes involved in replication, viral morphogenesis and of course, in virus virulence [4, 65].

Table 1 Recombinant LAVs tested in vivo, specially indicating those providing protection again the Genotype II virus currently circulating in Asia and Europe (bolded data)

Full size table

As a good example for the purpose of this review, depletion of EP402R gene from the non-pathogenic BA71V isolate, allowed in vitro identification of CD2v (EP402R product), as the ASFV hemagglutinin [45]. Unfortunately, the non-infectious nature of BA71V made the in vivo characterization of BA71V∆CD2, or any other recombinant virus made on this background impossible [66]. The first deletion mutant tested in vivo was ∆8-DR, a recombinant precisely lacking CD2v, made on the virulent Malawi Lil-20/1 ASFV strain [46]. Despite its incapability to bind red blood cells, ∆8-DR was still lethal in vivo, showing a delay/reduction in viremia kinetics but causing clinical signs and mortality similar to those caused by the parental virus. From here, few genes have been identified as implicated in the virulence of different ASFV virulent strains: DP71L (NL), B119L (9GL), DP96R (UK), DP148R and multigene families 360 and 505 (MGF360 & MGF505) [49,50,51,52,53, 55,56,57]. Some of these genes have been also eliminated from Georgia2010, the Genotype II virus currently circulating in Europe and Asia; deletions that have caused attenuation and different degrees of homologous protection in vivo [54, 58]. Interestingly, the concomitant elimination of the 9GL and UK from the Georgia2010 virus resulted in more effective vaccine prototypes than those lacking individual ORFs [59]. Similarly, recent results published in Science China Life Science, demonstrate the safety and the efficacy of a new recombinant LAV obtained from deleting the already described MGF360/530 and CD2v virulence factors [64]. It is of crucial relevance for beginners in the field to be aware that concomitant elimination of ASFV virulence factors does not always result in better attenuation, on occasions yielding very weak viruses incapable to grow in vivo, or at least incapable of inducing protective responses. This is the case for example of a Georgia2010 triple mutant lacking 9GL, UK and NL [61] or a Georgia2010 double mutant lacking 9GL and MGF360/MGF505 [60]. Likewise, depletion of specific virulence factors from natural LAVs, have decreased their ability to protect against challenge with the parental virulent virus [62, 63]. And finally, depletion of a single gene can result in different phenotypes depending on the virus strain used, as has been demonstrated for NL [51], and more recently for CD2v [47, 48]. These observations are of extreme relevance when rationally designing LAVs against ASFV, since on most occasions they limit their protection against the parental virulent strain (homologous virus) but not against heterologous strains. The definition of homologous and heterologous for ASF has not been well defined, observing a lack of cross-protection on occasions between viruses isolated in close endemic regions and in the same period [30]. Although useful to understand ASFV evolution, genotyping [6] does not correlate with protection. On the other hand, serotyping based on hemadsorbing inhibition assays, seems to partially explain cross-protection [67], but there is still much to learn, since protection can be afforded in the absence of CD2v [48, 62, 63]. Furthermore, viruses with identical CD2 and lectin behave as heterologous in vivo [30]. Lack of in vitro correlates for protection leaves experimental in vivo challenging as the only way to demonstrate the cross-protective nature of a novel vaccine.

Twenty-five years after its deletion from the non-pathogenic BA71V [45], the EP402R gene (CD2v) was deleted from the parental BA71 virulent virus to obtain BA71∆CD2 for the completion of in vivo studies [48]. BA71∆CD2 induced strong humoral and cellular responses and conferred solid protection against the homologous virus (BA71) in a dose-dependent manner. For the first time solid protection was conferred not only against homologous virus but also against heterologous viruses such as E75 (Genotype I) or the phylogenetically more distant Georgia2007/1 strain (Genotype II) currently circulating in Continental Europe and Asia. Finally yet importantly, BA71∆CD2 presents the additional advantage of being capable of stably growing in the commercial Cos-1 cell line without needing previous adaptation. Despite the impressive protective capacity achieved with this experimental vaccine, BA71∆CD2 needs further improvement, mainly from the biosafety point of view. A small proportion of vaccinated pigs show short periods of low, albeit detectable BA71∆CD2 in both sera and nasal swabs coinciding with mild fever spikes, but no other ASF-compatible clinical signs. All animals end up eliminating the virus in the first 4 weeks after vaccination.

This chapter deserves a closing with unexpected good news. The specific deletion of the previously uncharacterized I177L gene provokes the dramatic attenuation of the virus and most importantly, confers sterilizing protection against the virus currently threating our pig industry [68]. This result clearly demonstrates that the systematic deletion of each one of the ASFV genes, independent of in silico predictions could bring satisfactory surprises. This is not a question of luck but conversely, rewards one of the few groups consistently working on ASFV vaccine discovery, a field with plenty of frustrations that also bring some satisfactions.

Despite their imperfections, LAVs available today confer a level of protection against experimental ASF infection far better than any other vaccine strategy so far tested (see the following chapter). Ideal LAVs should however accomplish the following requisites before becoming a reality in the field:

  1. 1)

    Safety. Experimental LAVs should demonstrate in the field not only to be efficacious, but also safe for the vaccinated pigs, for the in-contact animals and for the environment.

  2. 2)

    DIVA. Vaccinated pigs should ideally induce an immune response distinguishable from naturally infected pigs.

  3. 3)

    Biofactory. Vaccines should be produced under high quality standards and following the policy of the corresponding regulatory agencies, thus requiring stable cell lines for producing the LAV at a large scale.

  4. 4)

    Cross-protection. Cross-protective vaccines could be useful not only to protect a specific region against a single virus, but against many different viruses from the same genotype or from different genotypes (ideally all), thus covering endemic regions of Africa where up to 24 genotypes have been described.

  5. 5)

    Wildlife: LAVs formulations compatible with wild-life immunization campaigns will also be demanded if willing to control and eradicate ASF. Bait-vaccine formulations should also demonstrate their safety and efficacy in field studies. 

Vaccines are one of the best human inventions, but this truth circumscribes exclusively the “good ones”: those proven efficient, safe and correctly administered in the field. Balancing the risks and the benefits of implementing each available vaccine, applying scientific criteria and avoiding pre-established interests and prejudices, should be mandatory in the future.

Antigen discovery and development of subunit vaccines

In order to avoid, or at least diminish, the unwanted side effects of traditional inactivated and attenuated vaccines, subunit vaccines arise as an ideal option for the future development of ASF vaccines [15]. As mentioned above, little is known about the mechanisms involved in protection and even less about the antigens responsible of such protection. To fill these gaps, research from both public administrations and the private sector should be encouraged: from antigen discovery to adjuvant and expression vector, more research investment is needed to design the ideal vaccines of the future. Screening of potential antigenic determinants within the ASFV is a challenging task due to the complex nature of this virus, encoding more than 150 ORFs and from which many of them there is neither expression nor functional data available. In this section, we collect relevant studies regarding ASFV antigen discovery as well as significant advances in the development of subunit vaccines against ASF.

The Yin and the Yang of ASFV-specific antibodies

The ASFV serological determinants determined so far are listed in Table 2, specifically indicating those capable of inducing antibody responses after immunization in vivo. As described above, the presence of neutralizing antibodies and their potential role in protection is still today polemic [28]. On the one hand, neutralizing monoclonal antibodies recognizing the major capsid protein p72 were described decades ago [76], but no further development has been recorded. Similarly, specific polyclonal antibodies against p54 (encoded by the E183L ORF) and p72 (B646L) were capable of blocking the ASFV-attachment to susceptible cells, while antibodies against p32 (CP204L) inhibited virus internalization, both mechanisms essential to protect pigs against E75 lethal challenge [27]. Unfortunately, the protection afforded by p72, p54 and p32 was not reproducible using other infectious model systems [77], opening new concerns about their relevance in protection and contributing to feed the controversy still in force, about the protective role of antibody-mediated neutralization. Due to the fact that p72, p32 and p54 are among the most immunogenic structural proteins, they have been included in diverse experimental vaccine formulations aiming to confer protection against several virulent ASFV isolates, with little if any significant effect [37, 38, 72, 73, 77].

Table 2 ASFV serological immunodeterminants, indicating those described to be recognized by sera from pigs recovered from ASFV infection (antigenic) or to induce immune responses after in vivo immunization (immunogenic)

Full size table

Parallel studies performed aiming to identify ASFV proteins responsible of inducing hemagglutination inhibitory antibodies [30], provided the identification of CD2v as the ASFV hemagglutinin. Thus, immunization of pigs with Sf9 insect cells infected with a recombinant baculovirus encoding the ASFV protein CD2v in the presence of Freund’s adjuvant, conferred protection against E75 ASFV challenge. The protection afforded was dose-dependent and correlated with the presence of antibodies capable of inhibiting hemagglutination and the homologous ASFV infection in vitro [29]. This work has been more recently confirmed by identifying CD2v and the ASFV lectin as key protective antigens [83], which could be useful to serotype ASFV [67]. As described for p32, p54 and p72, some experimental vaccine formulations containing CD2v have failed at inducing solid protection, perhaps reflecting antigenic and pathogenic differences between the ASFV strains used or in the vaccine formulations per se [37, 38, 78, 81, 84].

Together with p54, p32 and p72, many other antigens have been identified by sera from recovered pigs as immunodominant antigens, including the structural polyprotein pp62 [80]. Sera from convalescent pigs also recognized some other structural proteins (A104R, C-type lectin pEP153R, chaperone pB602L and K78R), non-structural proteins (RNA reductase, DNA ligase and thymidine kinase) as well as proteins of unknown function and location (C44L, CP312R, E184L, K145R and K205R) [69, 70, 75, 85]. Unfortunately, the protective efficacy of most of these antigens has not been confirmed.

More recently, immunization of pigs with complex ASFV-antigen formulations induced specific antibody responses that allowed the identification of additional antigenic determinants. Thus, Babraham syngeneic pigs immunized with a cocktail of 44 antigens in a DNA-prime recombinant vaccinia-boosting regime, recognized D117L as a novel ASFV immunogenic protein [73]. After challenge with Georgia2007/1, all pigs developed acute ASF, albeit viral genome levels were significantly reduced in immunized pigs in blood and lymphoid tissues. More recently, adenovirus-priming and vaccinia Ankara (MVA)-boosting regimes using diverse antigen combinations, allowed the definition of five additional ASFV antigens as good antibody inducers: MGF110-4 L, MGF110-5 L, M448R, C129R, I215L [38]. As before, immunization did not protect pigs from acute ASF (OUR T88/1 challenge) but reduced the viremia in a proportion of outbred pigs.

Immunization with different cocktails of recombinant adenoviruses allowed the confirmation of the immunogenicity of B602L, K205R-A104R, CP530R, CP2475L and the extracellular domain of EP402R, identifying for the first time A151R and B119L as good antibody inducers, albeit none of the cocktails induced significant protection against Georgia2007/1 [71, 74, 81]. Immunization with recombinant adenoviruses encoding: p32, p54, pp62, p72, and p37 and p150 (mature proteins processed from the pp220 polyprotein) seemed to afford some protection depending on the adjuvant used, while other vaccine formulations exacerbated the disease [81].

Despite the efforts made, none of these antigen-specific antibodies have been confirmed to be protective in an unarguable manner and we are still far from identifying ASFV antigens capable to confer solid protection against Georgia2007/1 challenge and even further from the optimal formulations. In fact, antigenicity and protection do not concur and, on occasions, and an inverse correlation has even been demonstrated. This effect has been described upon natural and experimental ASFV infection with LAVs and also after immunization with inactivated and subunit vaccine formulations [17, 36,37,38, 81].

The fine balance existing between the protective and detrimental role of ASFV-specific antibody response needs further investigation, both from the basic and applied point of view. Antibodies play a role in protective immunity against ASFV, although the specific antigens and/or the way to be targeted are still unknown.

The unknown: ASFV antigens inducing T-cell responses

ASFV vaccinology, as well as traditional veterinary vaccinology in general, has focused on triggering antibody responses, while little attention has been paid to the role that cellular responses play in protection. This reality has dramatically changed in recent years, and future vaccinologists would have to focus their attention also on this crucial arm of the immune response. However, few in vitro studies have centered their attention on identification of ASFV proteins inducing CTLs. The antigens so far recognized by ASFV-specific T-cells, as well as those described as immunogenic in vivo (capable to induce specific T-cell responses upon immunization), are listed in Table 3.

Table 3 ASFV-specific T-cell determinants, indicating those described to be recognized by PBMCs from pigs recovered from ASFV infection (antigenic) and those inducing T-cell responses after in vivo immunization (immunogenic)

Full size table

The first ASFV CTL target identified in vitro was protein p32 [87], followed by the major capsid protein p72 and G1340L [86, 92]. Aiming to maximize the screening coverage of ASFV antigens, a random plasmid library of ASFV genomic DNA was generated and expressed in pig-derived fibroblasts. Sequencing of the clones that stimulated CD8+ T-cell proliferation revealed that one of the clones encoded a segment of I329L, a putative ASFV membrane protein. Notably, this technique allowed the identification of sequences that were in different reading frames than any of the known ASFV ORFs [90], indicating that the proteome of ASFV could be more complex than previously believed. This hypothesis has been recently supported by the identification of novel ASFV ORFs by RNA sequencing methods [93].

Despite the unarguable reality of CD8+ T-cells playing a role in protection, few ASFV antigens have demonstrated their protective potential (Table 4), still far from that afforded by LAVs. Today we know that CD2v can also exhort its protective effects by stimulating the induction of specific CD8+ T-cells [88, 89]. Thus, DNA immunization with a plasmid encoding p32, p54 and the extracellular domain of CD2v, fused to ubiquitin aiming to enhance the CTL responses induced, conferred partial protection against lethal challenge with E75. The protection afforded correlated with the induction of specific CD8+ T-cells recognizing two 9-mer peptides from the CD2v and in the absence of antibodies [89]. Work performed in our laboratory using DNA immunization has allowed not only the identification of new protective antigens but has also contributed to dissect the mechanisms involved in protection. Thus, immunization with a random library containing more than 4000 clones encoding random ASFV genome fragments (excluding the sequences encoding p32, p54 and CD2v to avoid competition) fused to ubiquitin protected 60% of the animals against E75 lethal challenge. The protection was again afforded in the absence of detectable specific antibodies after immunization and correlating with the induction of ASFV-specific T-cell responses [91] against several antigens, including CP312R [94]. These results clearly demonstrated the presence of additional protective CD8+ T-cell determinants within the ASFV genome. These results highlighted the convenience of formulating vaccines a la carte, encoding not only the appropriate ASFV antigens but also targeting them to specific antigen presentation pathways aiming to enhance the induction of protective responses and avoiding undesired adverse immune responses after vaccination [36].

Table 4 ASFV subunit vaccines tested in vivo that induced some level of protection

Full size table

More recently, an overlapping peptide library comprising almost 4000 20-mers peptides overlapping by 10 amino acids from 133 different ASFV ORFs, was used in in vitro stimulation protocols using PBMCs from ASFV-convalescent pigs to identify potential CD8+ T-cell targets [38]. The specific responses induced were measured in an IFNγ ELISpot assay, identifying peptides from 38 ASFV proteins in at least one of the tested pigs, including p72 and p32, but also many other uncharacterized proteins (Table 3).

Interestingly, immunization with adenoviruses encoding the structural proteins: p32, p54, pp62, p72 and pp220 in the presence of the ZTS-01 adjuvant induced lower antibody responses and slightly better protection (non-statistically significant), than with the BioMize 0226 adjuvant, reflecting most probably the differential innate immune responses induced by each adjuvant [81]. On the other hand, immunization with cocktails up to 47 antigens in a DNA priming and vaccinia virus-boosting regime, allowed the identification of novel T-cell antigens. Unfortunately, none of the pigs survived the lethal challenge (Table 4) albeit some pigs showed a significant reduction of virus titers in blood and lymph nodes [73].

Finally, priming pigs with a cocktail of replication deficient adenoviruses encoding 12 ASFV ORFs and boosting with same antigens encoded in MVA, allowed the confirmation of a collection of antigens as capable of inducing specific T-cell responses and to partially protect pigs from challenge with OURT88/1 (Table 4). Although all the animals had to be sacrificed before day 8 after challenge, three out of six pigs showed delayed onset of clinical signs as well as reduced viremia. Interestingly, immunization with a second collection of immunogens provoked the exacerbation of the disease, coinciding with the induction of weaker CD8+ T-cell responses [38].

As a practical observation, we confirm ASFV in vivo challenge as the only valid method for evaluating the protective potential of an experimental vaccine. Lack of correlates of ASFV protection and protective targets, precludes assuming the potency of a given vaccine formulation based on the immune response induced.

Although the use of subunit vaccines based in ASFV fragments overcome most of the risks inherent to LAVs, their use in the field is far from becoming a reality due to the low efficacy demonstrated so far. As mentioned above, lack of profound knowledge of the protection mechanisms together with the absence of known protective antigens have complicated the design of efficient subunit vaccines against ASFV. These are in our understanding the future directions in research and development:

  1. 1-

    Correlates of protection. Easy vaccines have already been designed. ASFV is a complex virus capable of inhibiting the pig immune system by interfering with multiple pathways. Understanding ASFV strengths will teach us about its weakness. Optimal vaccination should not only enhance protective responses but also avoid prejudicial immune responses. 

  2. 2-

    Antigen discovery. Both humoral and cellular responses can be protective. Identifying as many antigens and/or epitopes from the whole proteome is absolutely needed. This has to be performed in parallel with understanding the mechanisms involved in protection.

  3. 3-

    Antigen delivery. We need to know not only what to induce and with which antigen, but also how to deliver it in an efficient manner and at an affordable price. Vaccinology will dramatically change in the future with the invention of new expression vectors that should be approved by the safety agencies.

  4. 4-

    Adjuvants. Little attention is given to the need of novel and efficient adjuvants to formulate a la carte vaccines, capable of inducing exclusively what is desired. Adjuvants could be an essential tool to achieve this goal. 

  5. 5-

    Others. DIVA concept, bait-vaccines and cross-protection. Subunit vaccines against ASFV will be DIVA by themselves with many immunodominant antigens available for differential diagnostics. Cross-protection however is an issue difficult to tackle today since we need to identify first the mechanisms and the antigens involved. Similarly, bait-vaccines for oral immunization of wild pigs is an utopia today, at least for ASF-subunit vaccines, albeit it has been recently proposed to experimentally immunize wild boars with a naturally attenuated ASFV strain [41]. We should first identify the antigens to incorporate, and then know how to formulate them in order to afford significant protection against ASF. We are not close of having a subunit vaccine, but if we do not invest in research today, they will never become a reality.

Conclusions

ASFV vaccines are closer than they appear. On one hand, several experimental prototypes based on LAVs are mature enough to be transferred to the private sector for registration and field trials. International agencies, governments, industry and academy should join together to discuss the opportunity of their implementation in very specific scenarios, taking into account the benefits versus the prejudices that the new LAVs can provide and the different sensitivity for the ASF problem around the globe.

Parallel efforts should be made in research and development of more efficacious and safer subunit vaccines. Today far from the reality, achieving protection levels similar to those afforded by LAVs will be challenging. Complex formulations using multiple ASFV antigens or antigen fragments, adjuvants and expression vectors can be envisioned as the future choice, based on knowledge and scientific evidence.

ASF is a global problem that we were incapable of stopping. We should learn from our mistakes and find global solutions.

Availability of data and materials

Not applicable.

References

  1. Alejo A, Matamoros T, Guerra M, Andrés G. A proteomic atlas of the African swine fever virus particle. J Virol. 2018;92(23):e01293–18.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  2. Liu S, Luo Y, Wang Y, Li S, Zhao Z, Bi Y, et al. Cryo-EM structure of the African swine fever virus. Cell Host Microbe. 2019;26(6):836–843.e3.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  3. Andrés G, Charro D, Matamoros T, Dillard RS, Abrescia NGA. The cryo-EM structure of African swine fever virus unravels a unique architecture comprising two icosahedral protein capsids and two lipoprotein membranes. J Biol Chem. 2020;295(1):1–12.

    Article 
    PubMed 

    Google Scholar 

  4. Dixon LK, Islam M, Nash R, Reis AL. African swine fever virus evasion of host defences. Virus Res. 2019;266:25–33.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  5. Plowright W, Parker J, Peirce MA. African swine fever virus in ticks (Ornithodoros moubata, Murray) collected from animal burrows in Tanzania. Nature. 1969;221(5185):1071–3.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  6. Bastos ADS, Penrith M-L, Crucière C, Edrich JL, Hutchings G, Roger F, et al. Genotyping field strains of African swine fever virus by partial p72 gene characterisation. Arch Virol. 2003;148(4):693–706.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  7. Pikalo J, Zani L, Hühr J, Beer M, Blome S. Pathogenesis of African swine fever in domestic pigs and European wild boar — lessons learned from recent animal trials. Virus Res. 2019;271:197614.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  8. Arias M, Sánchez-Vizcaíno JM. African swine fever eradication: the Spanish model. In: Trends in emerging viral infections of swine. 1st ed. Ames: Iowa State Press; 2002. p. 133–9.

    Google Scholar 

  9. Sánchez-Cordón PJ, Montoya M, Reis AL, Dixon LK. African swine fever: a re-emerging viral disease threatening the global pig industry. Vet J. 2018;233:41–8.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  10. Rowlands RJ, Michaud V, Heath L, Hutchings G, Oura C, Vosloo W, et al. African swine fever virus isolate, Georgia, 2007. Emerg Infect Dis. 2008;14(12):1870–4.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  11. Dixon LK, Sun H, Roberts H. African swine fever. Antivir Res. 2019;165:34–41.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  12. Gavier-Widén D, Ståhl K, Dixon L. No hasty solutions for African swine fever. Science. 2020;367(6478):622–4.

    Article 
    PubMed 
    CAS 

    Google Scholar 

  13. Woodland DL. Commentary: an urgent need for an African swine fever vaccine. Viral Immunol. 2020;33(2):71.

  14. Mallapaty S. Spread of deadly pig virus in China hastens vaccine research. Nature. 2019;569(7754):13–4.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  15. Arias M, de la Torre A, Dixon L, Gallardo C, Jori F, Laddomada A, et al. Approaches and perspectives for development of African swine fever virus vaccines. Vaccines. 2017;5(4):35. .

  16. Stone SS, Hess WR. Antibody response to inactivated preparations of African swine fever virus in pigs. Am J Vet Res. 1967;28(123):475–81.

    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  17. Blome S, Gabriel C, Beer M. Modern adjuvants do not enhance the efficacy of an inactivated African swine fever virus vaccine preparation. Vaccine. 2014;32(31):3879–82.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  18. Korenkov D, Isakova-Sivak I, Rudenko L. Basics of CD8 T-cell immune responses after influenza infection and vaccination with inactivated or live attenuated influenza vaccine. Expert Rev Vaccines. 2018;17(11):977–87.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  19. Martins C, Mebus C, Scholl T, Lawman M, Lunney J. Virus-specific CTL in SLA-inbred swine recovered from experimental African swine fever virus (ASFV) infection. Ann N Y Acad Sci. 1988;532:462–4.

    Article 

    Google Scholar 

  20. Martins CL, Lawman MJ, Scholl T, Mebus CA, Lunney JK. African swine fever virus specific porcine cytotoxic T cell activity. Arch Virol. 1993;129(1–4):211–25.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  21. Scholl T, Lunney JK, Mebus CA, Duffy E, Martins CL. Virus-specific cellular blastogenesis and interleukin-2 production in swine after recovery from African swine fever. Am J Vet Res. 1989;50(10):1781–6.

    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  22. Zuckermann FA, Husmann RJ. Functional and phenotypic analysis of porcine peripheral blood CD4/CD8 double-positive T cells. Immunology. 1996;87(3):500–12.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  23. Oura CA, Denyer MS, Takamatsu H, Parkhouse RM. In vivo depletion of CD8+ T lymphocytes abrogates protective immunity to African swine fever virus. J Gen Virol. 2005;86(9):2445–50.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  24. Denyer MS, Wileman TE, Stirling CMA, Zuber B, Takamatsu H-H. Perforin expression can define CD8 positive lymphocyte subsets in pigs allowing phenotypic and functional analysis of natural killer, cytotoxic T, natural killer T and MHC un-restricted cytotoxic T-cells. Vet Immunol Immunopathol. 2006;110(3–4):279–92.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  25. Onisk DV, Borca MV, Kutish G, Kramer E, Irusta P, Rock DL. Passively transferred African swine fever virus antibodies protect swine against lethal infection. Virology. 1994 Jan;198(1):350–4.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  26. Wardley RC, Norley SG, Wilkinson PJ, Williams S. The role of antibody in protection against African swine fever virus. Vet Immunol Immunopathol. 1985;9(3):201–12.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  27. Gómez-Puertas P, Rodríguez F, Oviedo JM, Ramiro-Ibáñez F, Ruiz-Gonzalvo F, Alonso C, et al. Neutralizing antibodies to different proteins of African swine fever virus inhibit both virus attachment and internalization. J Virol. 1996;70(8):5689–94.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  28. Escribano JM, Galindo I, Alonso C. Antibody-mediated neutralization of African swine fever virus: myths and facts. Virus Res. 2013;173(1):101–9.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  29. Ruiz-Gonzalvo F, Rodríguez F, Escribano JM. Functional and immunological properties of the baculovirus-expressed hemagglutinin of African swine fever virus. Virology. 1996;218(1):285–9.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  30. Ruiz Gonzalvo F, Carnero ME, Caballero C, Martínez J. Inhibition of African swine fever infection in the presence of immune sera in vivo and in vitro. Am J Vet Res. 1986;47(6):1249–52.

    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  31. Takamatsu H-H, Denyer MS, Lacasta A, Stirling CMA, Argilaguet JM, Netherton CL, et al. Cellular immunity in ASFV responses. Virus Res. 2013;173:110–21.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  32. Moulton J, Coggins L. Comparison of lesions in acute and chronic African swine fever. Cornell Vet. 1968;58(3):364–88.

    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  33. Slauson DO, Sanchez-Vizcaino JM. Leukocyte-dependent platelet vasoactive amine release and immune complex deposition in African swine fever. Vet Pathol. 1981;18(6):813–26.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  34. Fernandez A, Perez J, de las Mulas Martin L, Carrasco L, Dominguez J, Sierra MA. Localization of African swine fever viral antigen, swine IgM, IgG and C1q in lung and liver tissues of experimentally infected pigs. J Comp Pathol. 1992;107(1):81–90.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  35. Pan IC, Moulton JE, Hess WR. Immunofluorescent studies on chronic pneumonia in swine with experimentally induced African swine fever. Am J Vet Res. 1975;36(4 Pt.1):379–86.

    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  36. Argilaguet JM, Pérez-Martín E, Gallardo C, Salguero FJ, Borrego B, Lacasta A, et al. Enhancing DNA immunization by targeting ASFV antigens to SLA-II bearing cells. Vaccine. 2011;29(33):5379–85.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  37. Sunwoo S-Y, Pérez-Núñez D, Morozov I, Sánchez E, Gaudreault N, Trujillo J, et al. DNA-protein vaccination strategy does not protect from challenge with African swine fever virus Armenia 2007 strain. Vaccines. 2019;7(1):12.

    Article 
    CAS 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  38. Netherton CL, Goatley LC, Reis AL, Portugal R, Nash RH, Morgan SB, et al. Identification and immunogenicity of African swine fever virus antigens. Front Immunol. 2019;19:10.

    Google Scholar 

  39. Nurmoja I, Petrov A, Breidenstein C, Zani L, Forth JH, Beer M, et al. Biological characterization of African swine fever virus genotype II strains from North-Eastern Estonia in European wild boar. Transbound Emerg Dis. 2017;64(6):2034–41.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  40. Gallardo C, Soler A, Rodze I, Nieto R, Cano-Gómez C, Fernandez-Pinero J, et al. Attenuated and non-haemadsorbing (non-HAD) genotype II African swine fever virus (ASFV) isolated in Europe, Latvia 2017. Transbound Emerg Dis. 2019;66(3):1399–404.

    Article 
    PubMed 

    Google Scholar 

  41. Barasona JA, Gallardo C, Cadenas-Fernández E, Jurado C, Rivera B, Rodríguez-Bertos A, et al. First oral vaccination of Eurasian wild boar against African swine fever virus genotype II. Front Vet Sci. 2019;6:137.

  42. Gallardo C, Nieto R, Soler A, Pelayo V, Fernández-Pinero J, Markowska-Daniel I, et al. Assessment of African swine fever diagnostic techniques as a response to the epidemic outbreaks in eastern european union countries: how to improve surveillance and control programs. J Clin Microbiol. 2015;53(8):2555–65.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  43. Garcia R, Almazán F, Rodríguez JM, Alonso M, Viñuela E, Rodríguez JF. Vectors for the genetic manipulation of African swine fever virus. J Biotechnol. 1995;40(2):121–31.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  44. Borca MV, Holinka LG, Berggren KA, Gladue DP. CRISPR-Cas9, a tool to efficiently increase the development of recombinant African swine fever viruses. Sci Rep. 2018;8(1):3154.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 
    CAS 

    Google Scholar 

  45. Rodríguez JM, Yáñez RJ, Almazán F, Viñuela E, Rodriguez JF. African swine fever virus encodes a CD2 homolog responsible for the adhesion of erythrocytes to infected cells. J Virol. 1993;67(9):5312–20.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  46. Borca MV, Carrillo C, Zsak L, Laegreid WW, Kutish GF, Neilan JG, et al. Deletion of a CD2-like gene, 8-DR, from African swine fever virus affects viral infection in domestic swine. J Virol. 1998;72(4):2881–9.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  47. Borca MV, O’Donnell V, Holinka LG, Risatti GR, Ramirez-Medina E, Vuono EA, et al. Deletion of CD2-like gene from the genome of African swine fever virus strain Georgia does not attenuate virulence in swine. Sci Rep. 2020;10(1):494.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  48. Monteagudo PL, Lacasta A, López E, Bosch L, Collado J, Pina-Pedrero S, et al. BA71ΔCD2: a new recombinant live attenuated African swine fever virus with cross-protective capabilities. J Virol. 2017;91(21):e01058-17.

  49. Zsak L, Lu Z, Kutish GF, Neilan JG, Rock DL. An African swine fever virus virulence-associated gene NL-S with similarity to the herpes simplex virus ICP34.5 gene. J Virol. 1996;70(12):8865–71.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  50. Afonso CL, Zsak L, Carrillo C, Borca MV, Rock DL. African swine fever virus NL gene is not required for virus virulence. J Gen Virol. 1998;79(10):2543–7.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  51. Neilan JG, Zsak L, Lu Z, Kutish GF, Afonso CL, Rock DL. Novel swine virulence determinant in the left variable region of the African swine fever virus genome. J Virol. 2002;76(7):3095–104.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  52. Carlson J, O’Donnell V, Alfano M, Salinas LV, Holinka LG, Krug PW, et al. Association of the host immune response with protection using a live attenuated African swine fever virus model. Viruses. 2016;8(10):291.

  53. Lewis T, Zsak L, Burrage TG, Lu Z, Kutish GF, Neilan JG, et al. An African swine fever virus ERV1-ALR homologue, 9GL, affects virion maturation and viral growth in macrophages and viral virulence in swine. J Virol. 2000;74(3):1275–85.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  54. O’Donnell V, Holinka LG, Krug PW, Gladue DP, Carlson J, Sanford B, et al. African swine fever virus Georgia 2007 with a deletion of virulence-associated gene 9GL (B119L), when administered at low doses, leads to virus attenuation in swine and induces an effective protection against homologous challenge. J Virol. 2015;89(16):8556–66.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 
    CAS 

    Google Scholar 

  55. Zsak L, Caler E, Lu Z, Kutish GF, Neilan JG, Rock DL. A nonessential African swine fever virus gene UK is a significant virulence determinant in domestic swine. J Virol. 1998;72(2):1028–35.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  56. Reis AL, Goatley LC, Jabbar T, Sanchez-Cordon PJ, Netherton CL, Chapman DAG, et al. Deletion of the African swine fever virus gene DP148R does not reduce virus replication in culture but reduces virus virulence in pigs and induces high levels of protection against challenge. J Virol. 2017;15, 91(24):e01428-17.

  57. Reis AL, Abrams CC, Goatley LC, Netherton C, Chapman DG, Sanchez-Cordon P, et al. Deletion of African swine fever virus interferon inhibitors from the genome of a virulent isolate reduces virulence in domestic pigs and induces a protective response. Vaccine. 2016;34(39):4698–705.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  58. O’Donnell V, Holinka LG, Gladue DP, Sanford B, Krug PW, Lu X, et al. African swine fever virus Georgia isolate harboring deletions of MGF360 and MGF505 genes is attenuated in swine and confers protection against challenge with virulent parental virus. J Virol. 2015;89(11):6048–56.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 
    CAS 

    Google Scholar 

  59. O’Donnell V, Risatti GR, Holinka LG, Krug PW, Carlson J, Velazquez-Salinas L, et al. Simultaneous deletion of the 9GL and UK genes from the African swine fever virus Georgia 2007 isolate offers increased safety and protection against homologous challenge. J Virol. 2017;91(1):e01760-16.

  60. O’Donnell V, Holinka LG, Sanford B, Krug PW, Carlson J, Pacheco JM, et al. African swine fever virus Georgia isolate harboring deletions of 9GL and MGF360/505 genes is highly attenuated in swine but does not confer protection against parental virus challenge. Virus Res. 2016;221:8–14.

    Article 
    PubMed 
    CAS 

    Google Scholar 

  61. Ramirez-Medina E, Vuono E, O’Donnell V, Holinka LG, Silva E, Rai A, et al. Differential effect of the deletion of African swine fever virus virulence-associated genes in the induction of attenuation of the highly virulent Georgia strain. Viruses. 2019;11(7):599.

  62. Abrams CC, Goatley L, Fishbourne E, Chapman D, Cooke L, Oura CA, et al. Deletion of virulence associated genes from attenuated African swine fever virus isolate OUR T88/3 decreases its ability to protect against challenge with virulent virus. Virology. 2013;443(1):99–105.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  63. Gallardo C, Sánchez EG, Pérez-Núñez D, Nogal M, de León P, Carrascosa ÁL, et al. African swine fever virus (ASFV) protection mediated by NH/P68 and NH/P68 recombinant live-attenuated viruses. Vaccine. 2018;36(19):2694–704.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  64. Chen W, Zhao D, He X, Liu R, Wang Z, Zhang X, et al. A seven-gene-deleted African swine fever virus is safe and effective as a live attenuated vaccine in pigs. Sci China Life Sci. 2020;63(5):623-34.

  65. Salas ML, Andrés G. African swine fever virus morphogenesis. Virus Res. 2013;173(1):29–41.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  66. Rodríguez JM, Moreno LT, Alejo A, Lacasta A, Rodríguez F, Salas ML. Genome sequence of african swine fever virus BA71, the virulent parental strain of the nonpathogenic and tissue-culture adapted BA71V. PLoS One. 2015;10(11):e0142889.

  67. Malogolovkin A, Burmakina G, Titov I, Sereda A, Gogin A, Baryshnikova E, et al. Comparative analysis of African swine fever virus genotypes and serogroups. Emerg Infect Dis. 2015;21(2):312–5.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  68. Borca MV, Ramirez-Medina E, Silva E, Vuono E, Rai A, Pruitt S, et al. Development of a highly effective African swine fever virus vaccine by deletion of the I177L gene results in sterile immunity against the current epidemic Eurasia strain. J Virol. 2020;94(7):e02017-19.

  69. Kollnberger SD, Gutierrez-Castañeda B, Foster-Cuevas M, Corteyn A, Parkhouse RM. Identification of the principal serological immunodeterminants of African swine fever virus by screening a virus cDNA library with antibody. J Gen Virol. 2002;83(6):1331–42.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  70. Gallardo C, Reis AL, Kalema-Zikusoka G, Malta J, Soler A, Blanco E, et al. Recombinant antigen targets for serodiagnosis of African swine fever. Clin Vaccine Immunol. 2009;16(7):1012–20.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  71. Lokhandwala S, Waghela SD, Bray J, Martin CL, Sangewar N, Charendoff C, et al. Induction of robust immune responses in swine by using a cocktail of adenovirus-vectored African swine fever virus antigens. Clin Vaccine Immunol. 2016;23(11):888–900.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  72. Ivanov V, Efremov EE, Novikov BV, Balyshev VM, Tsibanov SZ, Kalinovsky T, et al. Vaccination with viral protein-mimicking peptides postpones mortality in domestic pigs infected by African swine fever virus. Mol Med Rep. 2011;4(3):395–401.

    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  73. Jancovich JK, Chapman D, Hansen DT, Robida MD, Loskutov A, Craciunescu F, et al. Immunization of pigs by DNA prime and recombinant Vaccinia virus boost to identify and rank African swine fever virus immunogenic and protective proteins. J Virol. 2018;92(8):e02219–7.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  74. Lokhandwala S, Waghela SD, Bray J, Sangewar N, Charendoff C, Martin CL, et al. Adenovirus-vectored novel African swine fever virus antigens elicit robust immune responses in swine. PLoS One. 2017;12(5):e0177007.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 
    CAS 

    Google Scholar 

  75. Gutiérrez-Castañeda B, Reis AL, Corteyn A, Parkhouse RME, Kollnberger S. Expression, cellular localization and antibody responses of the African swine fever virus genes B602L and K205R. Arch Virol. 2008;153(12):2303–6.

    Article 
    PubMed 
    CAS 

    Google Scholar 

  76. Zsak L, Onisk DV, Afonso CL, Rock DL. Virulent African swine fever virus isolates are neutralized by swine immune serum and by monoclonal antibodies recognizing a 72-kDa viral protein. Virology. 1993;196(2):596–602.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  77. Neilan JG, Zsak L, Lu Z, Burrage TG, Kutish GF, Rock DL. Neutralizing antibodies to African swine fever virus proteins p30, p54, and p72 are not sufficient for antibody-mediated protection. Virology. 2004;319(2):337–42.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  78. Pérez-Núñez D, Sunwoo SY, Sánchez EG, Haley N, García-Belmonte R, Nogal M, et al. Evaluation of a viral DNA-protein immunization strategy against African swine fever in domestic pigs. Vet Immunol Immunopathol. 2019;208:34–43.

    Article 
    PubMed 
    CAS 

    Google Scholar 

  79. Barderas MG, Rodríguez F, Gómez-Puertas P, Avilés M, Beitia F, Alonso C, et al. Antigenic and immunogenic properties of a chimera of two immunodominant African swine fever virus proteins. Arch Virol. 2001;146(9):1681–91.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  80. Gallardo C, Blanco E, Rodríguez JM, Carrascosa AL, Sanchez-Vizcaino JM. Antigenic properties and diagnostic potential of African swine fever virus protein pp62 expressed in insect cells. J Clin Microbiol. 2006;44(3):950–6.

    Article 
    CAS 
    PubMed 
    PubMed Central 

    Google Scholar 

  81. Lokhandwala S, Petrovan V, Popescu L, Sangewar N, Elijah C, Stoian A, et al. Adenovirus-vectored African swine fever virus antigen cocktails are immunogenic but not protective against intranasal challenge with Georgia 2007/1 isolate. Vet Microbiol. 2019;235:10–20.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  82. Ruíz-Gonzalvo F, Coll JM. Characterization of a soluble hemagglutinin induced in African swine fever virus-infected cells. Virology. 1993;196(2):769–77.

    Article 
    PubMed 

    Google Scholar 

  83. Burmakina G, Malogolovkin A, Tulman ER, Zsak L, Delhon G, Diel DG, et al. African swine fever virus serotype-specific proteins are significant protective antigens for African swine fever. J Gen Virol. 2016;97(7):1670–5.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  84. Argilaguet JM, Pérez-Martín E, López S, Goethe M, Escribano JM, Giesow K, et al. BacMam immunization partially protects pigs against sublethal challenge with African swine fever virus. Antivir Res. 2013;98(1):61–5.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  85. Reis AL, Parkhouse RME, Penedos AR, Martins C, Leitao A. Systematic analysis of longitudinal serological responses of pigs infected experimentally with African swine fever virus. J Gen Virol. 2007;88(9):2426–34.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  86. Leitão A, Malur A, Cartaxeiro C, Vasco G, Cruz B, Cornelis P, et al. Bacterial lipoprotein based expression vectors as tools for the characterisation of African swine fever virus (ASFV) antigens. Arch Virol. 2000;145(8):1639–57.

    Article 
    PubMed 

    Google Scholar 

  87. Alonso F, Domínguez J, Viñuela E, Revilla Y. African swine fever virus-specific cytotoxic T lymphocytes recognize the 32 kDa immediate early protein (vp32). Virus Res. 1997;49(2):123–30.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  88. Burmakina G, Malogolovkin A, Tulman ER, Xu W, Delhon G, Kolbasov D, et al. Identification of T-cell epitopes in African swine fever virus CD2v and C-type lectin proteins. J Gen Virol. 2019;100(2):259–65.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  89. Argilaguet JM, Pérez-Martín E, Nofrarías M, Gallardo C, Accensi F, Lacasta A, et al. DNA vaccination partially protects against African swine fever virus lethal challenge in the absence of antibodies. PLoS One. 2012;7(9):e40942.

  90. Jenson JS, Childerstone A, Takamatsu H, Dixon LK, Parkhouse RM. The cellular immune recognition of proteins expressed by an African swine fever virus random genomic library. J Immunol Methods. 2000;242(1–2):33–42.

    Article 
    CAS 
    PubMed 

    Google Scholar 

  91. Lacasta A, Ballester M, Monteagudo PL, Rodríguez JM, Salas ML, Accensi F, et al. Expression library immunization can confer protection against lethal challenge with African swine fever virus. J Virol. 2014;88(22):13322–32.

    Article 
    PubMed 
    PubMed Central 
    CAS 

    Google Scholar 

  92. Leitão A, Malur A, Cornelis P, Martins CL. Identification of a 25-aminoacid sequence from the major African swine fever virus structural protein VP72 recognised by porcine cytotoxic T lymphocytes using a lipoprotein based expression system. J Virol Methods. 1998;75(1):113–9.

    Article 
    PubMed 

    Google Scholar 

  93. Cackett G, Matelska D, Sýkora M, Portugal R, Malecki M, Bähler J, et al. The African swine fever virus transcriptome. J Virol. 2020;94(9):e00119-20.

  94. Lacasta A. Nuevos avances en el desarrollo de vacunas frente a la peste porcina africana [PhD dissertation]. Barcelona: Universitat de Barcelona; 2012.

Download references

Acknowledgments

We thank Kevin Dalton for final editing of the manuscript. We also thank Jordi Argilaguet, Francesc Accensi, Sonia Pina, Jinya Zhang and Uxía Alonso for their contribution to this manuscript, María Jesús Navas for her technical support and personnel at CReSA-BSL3 animal facilities for their continuous help. Finally, our warmest recognition to Francisco Ruiz-Gonzalvo, our mentor.

Funding

This study was supported by the Ministry of Science, Innovation and Universities from the Spanish Government (grant number AGL2016–78160-C2–1-R). The authors are also grateful to the Centres de Recerca de Catalunya (CERCA) Programme and Global Alliance for Research on African swine fever (GARA).

Author information

Authors and Affiliations

  1. IRTA, Centre de Recerca en Sanitat Animal (CReSA, IRTA-UAB), Campus de la Universitat Autònoma de Barcelona, 08193 Bellaterra, Spain

    Laia Bosch-Camós, Elisabeth López & Fernando Rodriguez

Authors

  1. Laia Bosch-Camós

    You can also search for this author in
    PubMed Google Scholar

  2. Elisabeth López

    You can also search for this author in
    PubMed Google Scholar

  3. Fernando Rodriguez

    You can also search for this author in
    PubMed Google Scholar

Contributions

EL and LBC performed most of the bibliographic search on LAVs and subunit vaccines respectively. LBC prepared the Tables 2, 3 and 4 here presented. FR prepared Table 1, coordinated and edited the text writing. The three authors contributed to the writing and revised the submitted version of the manuscript. EL and LBC finished their thesis in the lab last year working in LAVs and subunit ASF vaccine development, respectively under the coordination of FR (PI of the ASF research line at IRTA-CReSA, Barcelona). The authors read and approved the final manuscript.

Corresponding author

Correspondence to
Fernando Rodriguez.

Ethics declarations

Ethics approval and consent to participate

References cited justified the corresponding ethic statement at the time of publishing.

In vivo experiments performed in the biosafety level 3 plus (BSL3+) facilities at the Centre de Recerca en Sanitat Animal (IRTA-CReSA; Barcelona, Spain). Animal care and procedures were carried out in accordance with good experimental practices and under the supervision of the Ethical and Animal Welfare Committee of the Institut de Recerca en Sanitat Animal (IRTA). According to European (Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes) and Spanish (Real Decreto 53/2013) normative.

Not applicable.

Consent for publication

Not applicable.

Competing interests

The authors declare that the research was conducted in the absence of any commercial or financial relationships that could be construed as a potential conflict of interest.

Additional information

Publisher’s Note

Springer Nature remains neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations.

Rights and permissions

Open Access This article is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License, which permits use, sharing, adaptation, distribution and reproduction in any medium or format, as long as you give appropriate credit to the original author(s) and the source, provide a link to the Creative Commons licence, and indicate if changes were made. The images or other third party material in this article are included in the article’s Creative Commons licence, unless indicated otherwise in a credit line to the material. If material is not included in the article’s Creative Commons licence and your intended use is not permitted by statutory regulation or exceeds the permitted use, you will need to obtain permission directly from the copyright holder. To view a copy of this licence, visit http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/. The Creative Commons Public Domain Dedication waiver (http://creativecommons.org/publicdomain/zero/1.0/) applies to the data made available in this article, unless otherwise stated in a credit line to the data.

Reprints and Permissions

About this article

Check for updates. Verify currency and authenticity via CrossMark

Cite this article

Bosch-Camós, L., López, E. & Rodriguez, F. African swine fever vaccines: a promising work still in progress.
Porc Health Manag 6, 17 (2020). https://doi.org/10.1186/s40813-020-00154-2

Download citation

  • Received: 10 March 2020

  • Accepted: 06 May 2020

  • Published: 02 July 2020

  • DOI: https://doi.org/10.1186/s40813-020-00154-2

Keywords

  • African swine fever (ASF)
  • African swine fever virus (ASFV)
  • Live attenuated virus (LAV)
  • Subunit vaccines
  • Antibodies
  • Cytotoxic CD8+ T-cells (CTLs)
  • Protection
  • Biosafety
Описание

Биологические свойства

ЭРИПЕСТЕН – иммунобиологический препарат для ветеринарного применения (вакцина). Иммунитет против классической чумы свиней наблюдается на 3 день после вакцинации, а окончательно он вырабатывается на 7 день после вакцинации. Вакцина обеспечивает иммунитетом против классической чумы свиней на протяжении всей жизни. Иммунитет против рожи свиней проявляется на 8-14 день после вакцинации и сохраняется в течение 6 месяцев. Для поддержания иммунитета против рожи свиней каждые 6 месяцев должна проводиться повторная вакцинация с использованием вакцины от рожи свиней.

Показания к применению

Вакцина применяется для активной иммунизации против рожи свиней и классической чумы свиней.

Состав и форма выпуска

Одна доза вакцины (2 мл) содержит лиофилизированную культуру живого ослабленного штамма рожи свиней и непатогенного штамма классической чумы свиней. Erysipelothrix rhusiopathiae – минимум 2×107

Вирус чумы свиней (аттенуированный штамм) – минимум 100 PD50

Растворитель (Разбавитель Е) стерильный фосфатно-солевой буферный раствор розоватого цвета.

По внешнему виду вакцина (лиофилизат) представляет собой пористую массу от бежево-кремового до желтоватого цвета. Растворитель представляет собой прозрачную жидкость от розоватого до красного цвета, без осадка. Приготовленная суспензия однородная, красного с оттенками коричневого цвета.

Вакцина расфасована в стеклянные флаконы соответствующей вместимости, закрытые резиновыми пробками и обкатанные алюминиевой крышечкой, или колпачками флип-офф.

Инструкция по применению

Вакцина предназначена для активной иммунизации против рожи свиней и классической чумы свиней.

Перед применением вакцину нагревают в до температуры 20-25 °С и тщательно встряхивают.

Вакцину вводят подкожно, предпочтительно в область шеи за ушной раковиной. Первая вакцинации: свиньи старше 8-9 недель. Повторную вакцинацию рекомендуется проводить свиньям в возрасте 5-6 месяцев (до того как их переведут в племенное стадо).

Не рекомендуется прививать свиней в возрасте до 8-9 недель.

Запрещается вакцинировать клинически больных и/или ослабленных животных.

Симптомов патологических признаков при введении десятикратной дозы вакцины не установлено.

Особенностей действия вакцины при ее первом применении и при ее отмене не установлено.

Эрипестен нельзя применять во время беременности и лактации. Следует избегать нарушения схемы вакцинации, так как это может привести к снижению эффективности иммунопрофилактики против рожи и классической чумы свиней. В случае пропуска очередного введения вакцины против рожи свиней необходимо провести иммунизацию как можно скорее.

Побочные реакции не установлены.

Запрещено использовать вакцину с другими иммунобиологическими препаратами.

Сроки ожидания

Продукты убоя от вакцинированных животных реализуют без ограничений независимо от срока вакцинации.

Понравилась статья? Поделить с друзьями:
  • Вакцина ппс для свиней инструкция
  • Вакцина ппд инструкция по применению в ветеринарии
  • Вакцина полимилекс инструкция по применению от полиомиелита
  • Вакцина полимилекс инструкция по применению детям
  • Вакцина поливалентная вгнки против лептоспироза животных инструкция